Menu
vitalyatattoo.ru — Студия художественной татуировки и пирсинга ArtinMotion Разное Орбитал прокол: Сделать пирсинг орбитал в салоне Либерти. Пирсинг орбитал в Москве – низкие цены

Орбитал прокол: Сделать пирсинг орбитал в салоне Либерти. Пирсинг орбитал в Москве – низкие цены

Содержание

Сделать прокол Орбитал в СПб, пирсинг уха Orbital в студии Art of Pain

Прокол орбитал (от англ. orbital) – это одна из разновидностей пирсинга уха. Его особенность заключается в двух отверстиях, через которые проходит одно круглое украшение. Кольцо с одиночным камнем похоже на орбиту, по которой движется планета, – отсюда и название.

Сколько стоит прокол ушей?

ПирсингСтоимость
Прокол хряща orbital (орбитал)1800 P

Получить бесплатную консультацию по работе и эскизам наших тату-мастеров можно любым удобным для Вас способом:

Воспользоваться онлайн формой записи на прием

Напишите нам в социальных сетях

Запись на прием Обратный звонок

Почему он особенный

Колечком в ухе никого не удивишь, даже если оно расположено не на мочке, а на хрящеушной раковины. Однако орбитал отличается от обычной круглой сережки тем, что украшение проходит не через одно, а через два отверстия. Благодаря этому оно остается в одной плоскости с ухом, хорошо просматривается и выглядит эффектно как вживую, так и на фото.

Как делается прокол Orbital

  1. Пирсер общается с клиентом, рассказывает ему о процедуре прокалывания.
  2. Ухо обрабатывается антисептиком, при необходимости ставится зажим.
  3. Мастер делает последовательно два прокола.
  4. Ставится украшение – обычно две отдельных штанги или банана, реже – общая штанга или серьга.
  5. Делается финальная антисептическая обработка.

Больно ли делать пирсинг Орбитал

Мастер делает не одно движение иглой, а два, поэтому, по логике, это в два раза больнее. Но на деле все зависит от настроя и болевого порога разных людей. Часть клиентов описывают боль при прокалывании как терпимую, остальные говорят, что почти не ощутили ее.

При желании можно разделить процедуру на два этапа: сначала сделать одно отверстие (прокол хеликс), а через несколько месяцев – второе. Однако особого смысла в этом нет: необходимость два раза проходить через процесс заживания сводит на нет все преимущества.

Какое украшение выбрать

В качестве первичных украшений обычно выбираются две отдельные штанги с гладкими накрутками. Они меньше цепляются за одежду и пряди волос, следовательно, меньше риск травмироваться. Надевать круглую сережку лучше не раньше, чем через месяц. Красивый вид имеют кольца со сверкающими камнями, а также орбиталы оригинальной формы, например сердечки. Оптимальный диаметр – около 1 см: более мелкие незаметны, а более крупные чаще цепляются.

Как ухаживать за проколом Orbital

  1. Первые 10 дней нужно очищать ранку от корочек и засохшей сукровицы. При этом важно по минимуму беспокоить место прокола. Не стоит тереть ухо ватным диском – лучше налить физраствор в блюдце и наклониться над ним, погрузив нужную область в жидкость. Через несколько минут можно бережно провести ватным диском, обильно смоченным в физрастворе, чтобы убрать корочки. При правильно выполненной очистке не будет крови и боли.
  2. После ванночки нужно нанести антисептик. Спреи не рекомендуются: сильная струя может травмировать рану. Лучше лить слабой струей из носика флакона или прикладывать щедро смоченный в лекарстве ватный диск.
  3. Мыть голову и купаться под душем можно спустя сутки, но лучше оберегать ухо от пены и воды. А вот от посещения бани, аквапарка, бассейна лучше воздержаться минимум на месяц.
  4. Не прокручивайте украшение – оно в этом не нуждается.
  5. Вдевать новую сережку можно через месяц при условии, что все хорошо заживает и не доставляет дискомфорта.
  6. Следите за чистотой наволочек, убирайте от уха волосы, ободки и платки.
  7. Не пользуйтесь накладными наушниками.

Где сделать прокол Orbital в СПб и сколько это стоит

Безусловно, этот и другие виды пирсинга нужно делать только в проверенном салоне. Так вы обезопасите себя от инфекции, неправильной техники, рубцов и длительного лечения осложнений.

Мастера студии ArtOfPain в Санкт-Петербурге сделают орбитал быстро, правильно и в условиях безупречной стерильности. Мы расскажем обо всех нюансах, предложим разные варианты украшений и выдадим памятку по уходу.

Прием ведется только по записи, поэтому предварительно позвоните, чтобы назначить удобное время посещения студии.

Преимущества салона художественной татуировки Art of Pain

  • Выполняем индивидуальные эскизы бесплатно

  • Предлагаем комфортные условия в тату студиях в центре Санкт-Петербурга

  • В нашей студии работают только профессионалы

  • Качественная работа за приемлимые цены

  • Все процедуры выполняем с помощью современного оборудования

Запись на прием

Мастера студии

Прокол конч — что это такое и как он выглядит?

Содержание статьи:

  1. Что такое пирсинг конч?
  2. Как делается этот прокол?
  3. Правильный уход за проколом конч
  4. Сколько заживает прокол конч?
  5. Выбор украшения
  6. Частые вопросы

1. Что такое пирсинг конч?

Прокол конч (conch) — это пирсинг внутреннего хряща уха. В отличии от уверенно вошедшего в моду пирсинга хеликс, конч можно назвать достаточно молодым проколом, о котором многие ещё не знают. Но конч пирсинг постепенно завоёвывает популярность среди любителей пирсинга, привлекая своей утончённостью, ведь в данном проколе можно носить как и обычные накрутки, так и кольца, циркуляры и кластеры.

 

2. Как делается этот прокол?

Если вы решились сделать прокол уха конч, начать стоит с выбора мастера: не стоит выполнять прокол хряща конч самостоятельно, в салонах красоты или у домашних мастеров, лучше выбрать студию с хорошим пирсером.

Как делают прокол конч: хороший мастер сразу предупредит вас о том, что кольцо сразу поставить не получится, на первичное заживление подойдёт прямой лабрет с накруткой. После выбора украшения для прокола конч мастер ставит инструменты на стерилизацию, обрабатывает хрящ антисептиком и делает разметку.

Как правило, разметка ставится по центру хряща, но по желанию клиента можно сделать разметку выше или ниже.

Далее мастер выполняет сквозной прокол в месте разметки специальной иглой для пирсинга, таппером вставляется украшение и накручивается украшение.

После этого прокол необходимо заклеить, чтобы исключить травматизацию и попадание грязи. По окончанию процедуры мастер расскажет о дальнейшем уходе.

 

3. Правильный уход за проколом конч

Уход за проколом конч — ответственное дело, прежде всего вам понадобится средство для обработки свежего прокола: подойдут антисептики (обязательно в виде спреев) мирамистин или октенисепт, обрабатывать первые 2 дня 2 раза в день, далее 1 раз в день

.

Обязательно заклеивать пластырем на протяжении двух недель, можно только с задней стороны.

В случае травмы и воспаления приобрести мазь банеоцин, мазать 2 раза в день, но не более пяти дней. 2-4 недели на распаривать прокол (исключить бани, сауны, открытые водоёмы и горячие ванны).

Не крутить и не поворачивать украшение, не использовать ватные палочки и ватные диски при обработке прокола.

Через 2-3 недели можно сделать даунсайз(замена первичного украшения на более короткое), но это не обязательно.

 

4. Сколько заживает прокол конч?

Полное формирование канала занимает от 6 до 8 месяцев, поэтому в этот период лучше исключить любые травмы и самостоятельную замену украшений, доверьте это дело вашему мастеру.

 

5. Выбор украшения

В свежий пирсинг конч ставится только прямой лабрет длинной 9-10 мм с накруткой, это делается для того, чтобы прокол хорошо заживал. Кольцо для пирсинга конч можно поставить минимум через 3-4 месяца, это тот срок, за который канал прокола формируется в достаточной степени.

Ставить кольцо раньше ни в коем случае нельзя, это приведёт к печальным последствиям: из-за своей формы такое украшение будет постоянно проворачиваться в незажившем проколе, травмировать его, что будет приводить к постоянным воспалениям, так же кольцо будет заносить в прокол грязь из внешней среды.

Если обычные украшения для пирсинга конч вам надоели, советуем присмотреться к кластерам. При выборе украшения не забывайте про материал, это обязательно должен быть титан, остальные металлы имеют в составе примеси, которые, находясь в организме, окисляются и приводят к аллергическим реакциям.

 

6. Частые вопросы

► Больно ли делать прокол конч?

Абсолютно нет. В этой части хряща находится очень мало нервных окончаний, а сам прокол занимает одну секунду, поэтому пирсинг конч считается практически безболезненным проколом. Но всё, конечно же, зависит от болевого порога. Так же советуем перед процедурой хорошо выспаться, плотно покушать и, естественно, не переживать, ведь в руках опытного мастера процедура пройдёт качественно и быстро.

► Сколько заживает прокол конч?

Полное заживление составляет 6-8 месяц, первичное заживление (когда сохраняется отёк, прокол болит и доставляет лёгкий дискомфорт) — 2-3 недели . В этот период очень важно не травмировать свежий прокол и сохранять его в покое.

► Что делать, если прокол воспалился?

В случае травмы и воспаления поможет мазь банеоцин (2 раза в день) и заклеивание прокола. Если у вас стоит кольцо и мазь не помогает, лучше заменить украшение на прямой лабрет.

► Нужно ли прокручивать украшение?

Этого делать категорически не стоит. Так вы будете постоянно травмировать свежий прокол, и процесс заживления будет начинаться сначала. Всё, что нужно проколу — это покой.

Орбитал-пирсинг в Минске 24 часа (круглосуточно) — мастера красоты, работающие поздно вечером, ночью и рано утром на Профи

Вадим оставил отзыв

От курса массажа у Никиты сохранились исключительно приятные впечатления и полезные последствия. Планирую в будущем обращаться вновь. Много внимания уделяет обучению/повышению квалификации в области массажа. Охотно даёт рекомендации по упражнениям для укрепления организма либо… ещё

30 марта 2022 · Ленинский, Московский, Октябрьский, Партизанский

Массаж при остеохондрозе, Массаж спины, Лечебный массаж спины, Массаж поясницы, Массаж грудного отдела

Дмитрий оставил отзыв

Пять с плюсом

Всё восхитительно. Можно было бы и этим ограничиться, но … Безмерно благодарен за помощь со спиной, видно, что знает, умеет и любит своё дело. Понимание с полуслова, дополнительные упражнения и куча рекомендаций для дома. Спина как новая, ещё есть над чем работать, и надеюсь… ещё

20 января 2022 · Ленинский, Московский, Октябрьский, Советский, Фрунзенский, Центральный

Массаж при сколиозе

Елена оставилa отзыв

Добрый день, начали сотрудничать с этим специалистом и довольны. Нам нужен спортивный массаж для 15-летнего хоккеиста (из-за хоккея есть небольшое искривление позвоночника). Массажист грамотный, ориентируется в теме спортивного массажа в конце массажа показывает сыну… ещё

24 ноября 2021 · Фрунзенский, Ждановичи, Тарасово

Спортивный массаж

Анастасия оставилa отзыв

Пять с плюсом

Очень хороший душевный массажист. Внимательно выслушал все проблемы и нашёл таки проблемный участок! Эффекта от массажа хватало на 5 дней без проблем. Также Вячеслав прекрасный собеседник.

22 ноября 2021 · Московский, Дегтярёвка, Новый Двор, Озерцо, Щомыслица

Лечебно-оздоровительный массаж

Эвклид

Пять с плюсом

Отличный специалист

17 января 2022 · Советский

Массаж расслабляющий

Андрей оставил отзыв

Все очень понравилось. Вежливый и профессиональный приём. После курса массажа пропали боли. С уверенностью могу рекомендовать Александра, как прекрасного массажиста.

3 сентября 2021 · Партизанский, Советский

Массаж при остеохондрозе, Массаж спины, Лечебный массаж спины, Массаж поясницы, Массаж грудного отдела

Очир оставил отзыв

Пять с плюсом

Мне понравилось. Хорошо проработал проблемные места. Рекомендую

14 февраля 2022 · Московский, Октябрьский

Массаж спины, Лечебный массаж спины, Массаж грудного отдела

Светлана оставилa отзыв

Необходим был общий, оздаравливающий массаж для 2 родителей и ребенка 10 лет. Андрей оказался очень вежливым, аккуратным человеком и хорошим мастером. Спасибо!

10 февраля 2022 · Советский

Лечебно-оздоровительный массаж

Евгения оставилa отзыв

Все отлично

6 ноября 2021 · Ждановичи

Детский массаж, Лечебно-оздоровительный массаж

Многокомпонентный пирсинг уха – популярный тренд последних лет

03.032021

Ещё совсем недавно среди представительниц прекрасного пола было принято носить только по одной серёжке на каждом ухе, а по нескольку ювелирных изделий использовали только хиппи и другие неформалы, которые желали во всём демонстрировать неординарность. Сегодня же множественный пирсинг стал одним из трендов, который только продолжает набирать популярность. Многие девушки решают носить в ушах сразу несколько золотых серёжек. По статистике почти 50% представительниц прекрасного пола с пирсингом в ушах имеют по два прокола, а у 25% – по три и больше.

Какие же украшения подходят для множественного пирсинга? Где купить подходящие ювелирные изделия в Москве и как правильно следует их носить? Предлагаем подробней разобраться в этом вопросе.

Разновидности и особенности современного пирсинга ушей


Классический пирсинг ушей предполагает проколы в мочке, но современные модные веяния существенно расширяют этот принцип. Сегодня специалисты могут делать до 15 разных проколов в ушах, которые подразумевают использование особых видов серёжек.

Самым распространённым вариантом пирсинга является два прокола мочки и один в хрящеватом завитке. Также популярный вариант – три прокола мочки и один/два вверху хрящика. Конечно, это далеко не единственные варианты – многие любители ювелирных украшений делают до 12-18 дырок по всей длине внешнего края уха.

Как правило, для множественного пирсинга используются небольшие гвоздики или крошечные кольца, дополняющие основную пару украшений. Это смотрится довольно элегантно, вне зависимости от стиля одежды и образа. Расположение гвоздиков в ушах бывает симметричным или хаотичным – здесь всё зависит от личных предпочтений девушки.


Многие смелые дамы решают носить сразу несколько акцентных ювелирных украшений. Так, широкие кольца с фианитами можно дополнить тонкими крупными кольцами с крошечными подвесками или миниатюрными каффами с цепочками.

Интересным вариантом пирсинга является чередование серёг с разным диаметром, например, мини-гвоздиков и небольших колечек. Также стильно смотрится поочерёдное расположение нескольких колец с разным диаметром – начиная от наибольшего, заканчивая самым тонким.

В данном случае могут использоваться ювелирные изделия разной тематики:

  • геометрические фигуры;
  • фантазийные, абстракции;
  • пауки, крылья бабочек, другие животные;
  • звёзды;
  • сердечки и т. д.

Сегодня в тренде асимметричные украшения, поэтому можно смело использовать для одного уха серьги разной тематики, что часто практикуют знаменитые модели, звёзды кино и поп-музыки.

Как подобрать две пары серег для пирсинга?


Основным местом для прокола является центральная часть мочки. Сюда обычно вставляют кольца либо цепочки, дополняемые гвоздиками с небольшими прозрачными или цветными камнями.

Довольно стильно выглядят ювелирные изделия из золота с тончайшей оправой и миниатюрным сверкающим бриллиантом – со стороны смотрится как сияющая звёздочка. «Свежим» трендом являются золотые серёжки, которые рассчитаны сразу на несколько дырочек. Обычно тут идёт речь о пусетах либо каффах, соединённых тоненькими цепочками.

Основным правилом множественного пирсинга является использование двух пар акцентных украшений и одной фоновой с тонкой оправой. Акцентным ювелирным изделием могут являться джекеты (подвид гвоздиков мозаичного оформления) – в этих украшениях декоративные составляющие располагаются с задней стороны уха на месте застёжки.

Девушкам, которые ищут нечто общее от массивных кафф и миниатюрных пусет, рекомендуем использовать клаймберы. Данные ювелирные изделия имеют удлинённую форму, будто устремлённую вверх по краю хрящеватого завитка уха.

Правила оформления пирсинга с тремя и более серёжками


Если вы предпочитаете носить в ушах больше чем по две пары серёжек, то необходимо уделить особое внимание выбору и расположению подходящих ювелирных изделий. При использовании 4, 5 или более серёжек существует высокая вероятность нарушения тонкой грани оригинальности, ведь излишество в пирсинге выглядит не очень привлекательно.

К многокомпонентным композициям предъявляется сразу три важных требования:

  • следует выбирать красивые серьги, которые элегантно подчеркнут форму ушей;
  • ювелирные изделия должны быть грамотно распределены, гармонично сочетаться друг с другом;
  • необходимо предотвратить цепляние украшений во избежание создания дискомфорта.

При использовании множественного пирсинга нужно соблюдать одно важное правило: вверху должны быть маленькие серьги, а снизу – крупнее. Хорошим вариантом являются комплекты с одинаковыми кольцами или пусетами.

Орбитальный пирсинг – тренд 2021


Сегодня среди молодёжи обретают популярность нестандартные серьги, предназначенные для двух дырок. Данное направление пирсинга имеет название Orbital Piercing – в ухе делают два прокола, куда продевают одну серьгу, внешне похожую на орбиту планеты.

Для этого могут использоваться разные украшения: кольцо, гвоздики, соединённые тоненькой цепочкой, твистеры – спирали, схожие с пружинными витками. Кроме привычных серёжек, в проколы можно вставлять другие ювелирные изделия. Хорошим решением станет прямая штанга, пронизывающая ухо в двух местах, которая фиксируется с помощью шарика.

Нюансы прокола внутренней части уха


Если говорить о вариантах такого пирсинга, то стоит выделить два способа:

  • прокалывается внутренний хрящ (трагус, козелок): в данном случае отличным вариантом является ношение лабрета (штанга с накрутками разных форм) либо гвоздика;
  • «Дэйс»: этот способ предполагает сквозное пробивание возвышающегося хряща – для пирсинга можно использовать кольца, септум, сердечки.

Стоит учесть, что прокол хрящей уха – это безвредная процедура, но лучше доверить эту задачу специалистам, что позволит избежать серьёзных проблем.

Купить серьги для множественного пирсинга ушей вы можете в ЮЦ «Голден Гросс» в Москве. В ассортименте местных магазинов представлен огромный выбор ювелирных изделий, среди которого каждый посетитель сможет подобрать подходящие украшения.

Пирсинг — «Выбираем стиль от степени личного пофигизма=)Пишу о самом опасном пирсе-фотки Монро,Индастриал»

Ну наконец и я добралась до отзыва о пирсинге))))Не буду читать лекции,насколько опасно прокалывать,и какие будут осложнения.При неправильном уходе даже обычный прокол мочки уха будет стоить вам потраченных нервов.
Я не любитель обильного пирса,но по какой-то случайности проколы у меня были и есть.Начну,наверное с самых распространённых вопросов.Итак,проколы-
1)Язык.Не больно ни капельки.Анастезия.Делается за пару минут.Есть только жидкую пищу,обрабатывать специальными растворами,которые вам выпишет врач.
2)Пупок.Мне делали без анастезии,не больно,но у всех разный болевой порог!Учитывайте ваши ощущения,и направляйте мастера,чтобы он не причинил вам боли.Заживает у всех по-разному.Я не ухаживала за пупком,и он зажил очень быстро(за неделю). Советую прислушиваться к рекомендациям врача.Часто бывают осложнения после обычного пирса пупка.Будьте осторожнее!=)
3)Бровь,пирсинг Мэдисон,корсет.Эти проколы являются поверхностными,и очень тяжело заживают.За бровью нужно правильно ухаживать,чтобы заживление происходило ускоренно.То же относиться к пирсингу «Анти-бровь».Мэдисон не заживает вообще,я даже и колоть не рискнула,так как шансов на заживление,даже при точном уходе,нет.
4)Монро.Нашу такой пирсинг.Прокалывается кожа над верхней губой с лева или с права(на ваш выбор).Больновато,но быстро.Прокалывала без анастезии.Терпимо.Ухода практически никакого-только паласкание солёной водой.Заживает очень быстро,не снимайте украшение!Слизистая очень быстро регенерируется,и дырочки с внутренней стороны не станет.А её очень не приятно прокалывать.
5)Интимный пирсинг.Просто так,чтобы был,конечно не делается.Обычно его ставят люди нетрадиционной сексуальной ориентации(анальный),или девушки и парни,желающие добавить в отношения с партнёром некой «остроты».Пирсинг делается быстро,с анастезией.Уход прост-не купаться в бассейне в период заживления,избегать сексуальных контактов,и.т.д.С таким пирсом иногда происходят проблемы.Самый распространённый-«Принц Альберт».Штанга цепляется за что угодно))))Но может,кому и удобно.————————————————
Теперь,хочу рассказать о самом опасном,и болючем,и вредном пирсинге.Это «Индастриал».
Прежде,чем сделать такой прокол,подумайте сто раз!Если вы дрожите,как осиновый лист даже перед простой прививкой,то такой прокол не для вас…Терпеть придётся.Анастезии не будет.В хрящи не ставиться.Многие интересуются,больнее ли это чем мочка?Да,больнее.Всё происходит быстро,но болезненно.Проколоть это ещё пол дела.А вот,что будет потом!
Сейчас хочу написать правила для тех,кто хочет колоть индастриал.
1)Вы точно решили?У вас нет частых воспалений ушной раковины?
2)Отлично.Теперь ищем нормальный салон,с хорошими стерильными данными.И мастером соответствующим.Мастер не гарантирует ничего.Когда вы выйдете на улицу с проколотым ухом,то всё будет зависеть от вас.
3)Штангу подбираем БОЛЬШЕНЬКУЮ!!!!Она не должна СДАВЛИВАТЬ ХРЯЩИ!!!!Когда ухо заживёт,поставите по размеру.Берём только БИОПЛАСТ ИЛИ ТИТАН!НИКАКОЙ МЕД.СТАЛИ!Иначе ухо не заживёт никогда!Именно от металла,вставленного в хрящи зависит качество заживления.
4)Терпим прокол.Ухо должно сильно покраснеть,почти до мочки.Возможна небольшая синева.И боль при каждом прикосновении.О сне на этом ухе можете забыть.На месяц.Или год.
5)Как вы уже поняли,заживать будет ну очень долго!У меня заживать начало ушко примерно после 4 недель.От двух месяцев до года.Готовы ли вы это терпеть?
6)Правильный уход.Всё зависит лишь от того,каким будет ваш уход.Прокол ни где не ТРОГАТЬ ГРЯЗНЫМИ РУКАМИ!Если попадёт инфекция,то можете забыть о заживлении!И проблем не оберёшься!Если вы будете делать что-то не так,ваше ухо даст вам об этом знать.Образуются келоиды.Они атакуют проколы многих людей.После такой штуковины в большинстве случаев,с пирсингом можно попращатся.Ухаживаем 2 раза в день!Настойкой календулы промываем проколы.Осторожно,без резких движений.Перекисью водорода точечно удаляем кровь и лимфу,затывающую на штанге.Если проблемы возникли,и келоид появился,используем мазь «левомеколь».Любая волосинка-и воспаление вам обеспеченно.
Вот так то=)Не самый приятный вид пирса!Но при правильном уходе всё будет хорошо)
Конечно,скажу НЕ ПРОКАЛЫВАЙТЕ САМОСТОЯТЕЛЬНО!!!!ЭТО МОЖЕТ БЫТЬ ОПАСНО ДЛЯ ЖИЗНИ!
Индастриал можно расположить как угодно.Можно проткнуть конец уха(как у меня-насквозь),можно полностью горизонтально,можно на искосок,и вертикально.Это дело вкуса=)))))))Надеюсь отзыв будет кому-либо полезен)Будьте здоровы*

Цены на прокол ушей в Красноярске, выбор мастера по рейтингу и отзывам

Чтобы сделать прокол ушей без вреда для здоровья, найдите грамотного специалиста в городе Красноярск. В этом может помочь сервис MyGuru. Мы занимаемся поиском профессиональных исполнителей, имеющих профильное образование и разрешение на работу.

Особенности пирсинга ушей

Пирсинг ушей — выполнение прокола мочки или хряща уха для установки украшений и модернизации тела. Процедуру проводят специальной иглой или с помощью использования пистолета. Метод относительно безболезненный, поэтому прокалывание проводят с раннего возраста. Чтобы предотвратить страх перед процедурой, матери приносят дочерей к мастеру в младенческом возрасте. Выделяют следующие виды пирсинга ушей:

  • Классический. Предполагает прокол мочки уха. Он связан с минимальным риском развития осложнений. Выполняют одно или два отверстия в зависимости от пожелания клиента.
  • Тоннели. Мастер делает большие отверстия в мочках, в которые вставляют кольца. Они становятся частью тела человека. Украшение вставляют с помощью постепенного растягивания. Иногда возможно выполнение надрезов скальпелем.
  • Орбитал. В зоне делают два отверстия, в которые помещают одну серьгу.
  • Антитрагус. Мастер выполнит пирсинг хряща напротив козелка.
  • Трагус. Пирсинг козелка. Процедура доступна не каждому клиенту из-за особенностей строения ушной раковины.
  • Дейс. Пирсинг делают в наружном слуховом проходе в вертикальном направлении.
  • Индастриал. Предполагает выполнение двойного прокола, в которых помещают штангу, соединяющую отверстия.

Специалисты, зарегистрированные на сервисе MyGuru, готовы выполнить любую разновидность процедуры. Они ставят украшения в желаемую область без вреда для здоровья клиента.

Какова цена процедуры

На цену на прокол ушей влияют следующие факторы:

  • Зона, которая будет подвергнута воздействию. Вставить украшения в мочку уха значительно проще, чем в хрящ. Поэтому классическое прокалывание дешевле.
  • Загруженность мастера. Если клиентов много, специалист повышает цену, чтобы обзавестись свободным временем.
  • Опыт работы, профессионализм, законченные курсы. Чем дольше исполнитель работает в индустрии красоты, тем качественнее он проведет процедуру.
  • Потребность в покупке украшения, его разновидность, количество. Мастер может вставить серёжку, которую принес клиент, или использовать своё изделие.

Как выбрать мастера

Начинайте выбор исполнителя с оценки его работы. Важно, чтобы на фото после процедуры не были заметны чрезмерно большие раны. Затем ознакомьтесь с опытом работы специалиста, полученным образованием. Не бойтесь спрашивать оригиналы дипломов, а также поинтересуйтесь, как  обеспечивается стерильность. Уточните перечень противопоказаний и сообщите о заболеваниях, которые могут стать препятствием к выполнению воздействия.

Сервис MyGuru поможет найти исполнителей, готовых сделать прокол ушей в Красноярске. По вашему запросу мы подберем профессионалов, готовых оказать услугу любой сложности. Чтобы начать сотрудничество, просто напишите нам.

Забор крови: Крыса | NC3Rs

Общие принципы

Дерево решений

Объем удаляемой крови и частота взятия образцов должны основываться на цели научной процедуры и общем объеме крови животного. Как правило, объемы проб и количество проб должны быть сведены к минимуму. Дополнительные рекомендации приведены в общих принципах .

Сколько крови у крысы?

В среднем у крыс около 64 мл крови на кг массы тела.

Таким образом, у крысы весом 400 г общий объем крови (ООК) будет приблизительно равен 64 мл/кг x 0,4 кг = 25,6 мл.

Как выбрать наиболее подходящий метод забора крови у крыс?

Приведенные ниже две таблицы предназначены для помощи в определении количества крови для взятия образца у животного и, в зависимости от этого объема, наиболее подходящих методов для использования.

1. Вам требуется более одного образца крови от одной и той же крысы?

ДА

НЕТ

Максимум <10% TBV (= 2.56 мл) однократно И <15% TBV (= 3,84 мл) за 28 дней

Максимум <10% TBV (= 2,56 мл)

При повторных кровотечениях через короткие промежутки времени рекомендуемый предел <1% ОЦК (= 0,25 мл) за 24 часа И рассмотреть возможность катетеризации

ИЛИ конечный образец под общей анестезией (объем не ограничен)

2. Сколько крови вам нужно?
 

Всего <3.0 мл

Всего <3,0 мл

Всего >3,0 мл

Требуется общая анестезия

Общая анестезия не используется

Требуется общая анестезия; без восстановления

Катетеризация кровеносных сосудов

 

 

 

Подкожная вена

Хвостовая вена/Временная канюля

Яремная вена

Подъязычная вена*

 

Сердечная пункция

Брюшной/грудной кровеносный сосуд

Ретро-орбитальный**

Обезглавливание**

* Мало используется [1]

** Кровь может смешиваться с тканевой жидкостью

Микросэмплинг

Достижения в биоаналитических методах открыли возможность использования меньших объемов образцов (микрообразцы ≤50 мкл) для оценки воздействия лекарств и химических веществ на кровь, плазму и/или сыворотку.

Информацию о микропробах (например, планы исследований, протоколы взятия проб, видео) можно найти в нашем специальном ресурсе по микропробам . Техника отбора проб описана ниже для хвостовой вены.

 

Ресурсы и ссылки 

  1. Zeller W  и др. (1998). Уточнение забора крови из подъязычной вены крыс. Лабораторные животные 32(4): 369-76 . doi: 10.1258/002367798780599910

  2. Diehl KH и др. (2001). Руководство по эффективной практике введения веществ и взятия крови, включая пути и объемы. Журнал прикладной токсикологии 21(1): 15-23. doi: 10.1002/jat.727

  3. Parasuraman S  и др. (2010).   Сбор образцов крови у мелких лабораторных животных. Журнал фармакологии и фармакотерапии 1(2): 87-93. doi: 10.4103/0976-500X.72350

  4. Powles-Glove N и др. (2014). Оценка токсикологических эффектов микропроб крови у взрослой крысы, получавшей носитель. Регуляторная токсикология и фармакология 68(3): 325-31. doi: 10.1016/j.yrtph.2014.01.001

Катетеризация кровеносных сосудов (хирургическая)

Техника

Катетеризация кровеносных сосудов следует рассматривать, когда требуются повторные образцы, поскольку это позволяет избежать нескольких вводов иглы в одном месте. Он подходит для использования у всех линий крыс и может использоваться для взятия крови из бедренной артерии и вены, сонной артерии, яремной вены, полой вены и дорсальной аорты.Требуется хирургическое вмешательство с использованием асептической техники для предотвращения послеоперационной инфекции и соответствующей анестезии и аналгезии для минимизации боли. Крысам следует дать возможность восстановить свою предоперационную массу тела до взятия образцов крови.

Катетер имплантируется хирургическим путем и соединяется с чрескожной кожной пуговицей, которая закрепляется в области тыльной средней линии лопатки. Использование чрескожной кожной пуговицы предпочтительнее куртки или привязи, поскольку было показано, что она имеет меньшую частоту побочных эффектов.Пуговицы для чрескожной кожи с перегородками представляют собой закрытые системы, исключающие необходимость держать животных на привязи в периоды, когда у них не берут пробы.

Животных, которым имплантировали катетер и чрескожную кожную пуговицу, можно размещать в группах сразу после операции (с использованием защитного колпачка). Кроме того, кожные кнопки не влияют на движения животного. Поскольку чрескожная кожная кнопка представляет собой закрытую систему, нет необходимости изменять клетку, подстилку и обогащение окружающей среды из-за опасений по поводу загрязнения.Доступ к кожным пуговицам всегда должен осуществляться с использованием соответствующей асептической техники, чтобы предотвратить загрязнение катетера.

Для сравнения, системы куртки и привязи могут ограничивать свободное передвижение, и крыс, возможно, придется содержать отдельно после операции, что еще больше негативно скажется на их благополучии. Клетка, подстилка и обогащение окружающей среды должны быть подходящими, чтобы предотвратить запутывание привязи и загрязнение раны. Кроме того, подстилка должна быть без песка.

Выбор катетера зависит от катетеризируемого сосуда и ожидаемой продолжительности проходимости.Например, для долговременной проходимости идеальным вариантом был бы полиуретановый катетер с закругленным концом. Для краткосрочного исследования подойдет полиуретановый катетер с квадратным наконечником. Следует учитывать материал катетера и возможность испарения.

Животным с имплантированным катетером и чрескожной пуговицей следует проводить рутинную промывку и уход за катетером (не чаще одного раза в неделю). Растворы, вводимые в катетеры, всегда должны быть стерильными и, по возможности, фармацевтическими.

Маленькие катетеры увеличивают риск свертывания крови (большие катетеры могут повредить стенки кровеносных сосудов). Чтобы предотвратить это, катетер требует регулярного обслуживания (например, регулярной промывки соответствующим раствором для промывания. Для получения дополнительной информации см. нашу страницу о предотвращении тромбоза).

Кровь следует собирать в асептических условиях. Обычно на образец можно взять 0,1–0,2 мл. В зависимости от объема пробы и научной цели может быть взято до шести проб в течение двух часов или до 20 проб в течение 24 часов.После забора крови в катетер следует ввести стерильный физиологический раствор с антикоагулянтом, чтобы предотвратить свертывание крови. Асептическую технику легче соблюдать при использовании чрескожной кожной пуговицы с перегородкой; поддержание стерильности с помощью открытой системы и штифта требует осторожности при повышенном риске заражения.

Для блокировки катетера после взятия серии проб следует использовать стерильный фиксирующий раствор фармацевтического качества, что позволит избежать промывания в течение нескольких дней.

Ежедневно следует проверять следующее для всех животных, которым имплантированы подкожная пуговица и катетер:
  • Поведение животного (яркое, настороженное, отзывчивое).
  • Состояние гидратации.
  • Потребление пищи.
  • Нормальный диурез/кал.
  • Места разрезов хорошо заживают, без признаков отека, воспаления, инфекции или ссадин на коже.

*Для чрескожных кожных пуговиц ежедневная проверка проходимости не требуется.

**Вес животного можно контролировать в соответствии с протоколом учреждения, но потеря веса не является стандартным наблюдением для этой процедуры.

Изменения в любом из вышеперечисленных факторов могут потребовать ветеринарной консультации или лечения или могут указывать на то, что гуманная конечная точка достигнута и следует принять соответствующие меры.

Резюме

Возмещение Рекомендация
Количество образцов В зависимости от объема пробы рекомендуется отбирать до шести проб в течение двух часов или до 20 проб в течение 24 часов.
Объем образца 0,1–0,2 мл
Оборудование
  • 1-3 французских катетера (в зависимости от катетеризуемого сосуда)
  • Пуговица для чрескожной кожи
  • Хирургические принадлежности
  • Шприц
  • Сопряжение инжектора с кнопкой доступа к коже
  • Стерильные растворы для промывки и блокировки
Кадровые ресурсы Для забора крови требуется один человек.Однако дополнительные кадровые ресурсы требуются для хирургического вмешательства, послеоперационного ухода в течение необходимого времени для отдельного животного и ежедневного наблюдения за животными после операции.
Побочные эффекты
  • Инфекция: 1-5%, обычно из-за нарушения асептики во время операции или при доступе к кожной пуговице.
  • Закупоренный катетер: 1-5%.
  • Ссадины на коже от расчесов после операции: 1-5%.
  • Образование серомы: 1-5%, не должно влиять на проходимость катетера.

Обязательно воспользуйтесь нашими советами по сосудистым катетерам, чтобы снизить частоту побочных эффектов.

Ресурсы и ссылки

  1. Фэн Дж. и др. (2015). Катетеризация сонной артерии и яремной вены для выполнения гемодинамических измерений, инфузий и забора крови на модели крысы в ​​сознании. Журнал визуализированных экспериментов: JoVE  (95): 51881. doi: 10.3791/51881

  2. Гунаратна ПК и др. (2004 г.). Автоматический пробоотборник крови для одновременного забора системной крови и микродиализатов головного мозга для исследований всасывания, распределения, метаболизма и выведения лекарств. Journal of Pharmacological and Toxicological Method s 49(1): 57-64. doi: 10.1016/S1056-8719(03)00058-3

  3. Bardelmeijer HA и др. (2003 г.). Канюлирование яремной вены у мышей: метод серийного забора образцов крови. Лабораторные животные 37(3): 181-7.дои: 10.1258/002367703766453010

  4. Линг С. и Джамали Ф. (2003). Влияние хирургии канюлирования и стресса на концентрацию кортикостерона в плазме у крыс: применение улучшенного анализа кортикостерона ВЭЖХ. Journal of Pharmacy and Pharmeutical Sciences  6(2): 246-51. PMID: 12935437

  5. Нолан Т.Е. и Кляйн Х.Дж. (2002). Методы сосудистой инфузионной биотехнологии в исследованиях на грызунах. Журнал Института исследований лабораторных животных  43(3): 175-82.doi: 10.1093/ilar.43.3.175

  6. Беллинджер Д. (2015). Ремни и кнопочные устройства с автоматическим пробоотборником крови, 66-е национальное собрание AALAS,  Феникс, Аризона, 1–5 ноября.

Хвостовая вена (нехирургическая)

Техника

Отбор проб из хвостовой вены подходит для всех штаммов крыс. При должной подготовке процедура выполняется быстро и просто. Однако этот метод требует, чтобы крысы были согреты, чтобы расширить кровеносный сосуд перед взятием образца.Это может вызвать стресс и вызвать обезвоживание из-за слюноотделения, а также увеличить скорость метаболизма, что может повлиять на экспериментальные данные. В результате, по возможности, следует рассмотреть другие пути, такие как забор крови из подкожной вены. Посмотрите ниже методику отбора проб хвостовой вены.

Обычно используется латеральная хвостовая вена, и на образец можно получить 0,1–2 мл крови в зависимости от размера крысы, частоты взятия образцов и научного обоснования. Хвост, возможно, придется промыть разбавленным Hibiscrub (1%), чтобы увидеть кровеносный сосуд.Давление пальцем на расстоянии 5 см от кончика хвоста может улучшить видимость сосудов хвоста.
 

Чтобы избежать синяков и повреждений хвоста, обычно следует брать не более восьми образцов крови за сеанс и в любой 24-часовой период. Если необходимо и оправдано принять больше, следует рассмотреть возможность использования временной канюляции или хирургической катетеризации. Количество попыток взять образец крови должно быть сведено к минимуму (не более трех уколов иглой за одну попытку), и между сеансами забора крови должно быть предоставлено достаточно времени для восстановления хвоста.Следует использовать чередующиеся стороны хвоста, а проколы иглой перемещать к основанию хвоста.

Если необходимо согреть животное, следует использовать термошкаф (38 o C до 10 минут). За крысами следует тщательно следить, в том числе проверять наличие признаков гипертермии и обезвоживания. Время нахождения крысы в ​​камере для обогрева следует регистрировать, а камеру следует регулярно калибровать, чтобы избежать гипертермии; на цифровые дисплеи полагаться не следует. Важно обеспечить равномерную температуру в шкафу и отсутствие «горячих точек».В качестве альтернативы можно использовать теплую ванну при температуре не более 38 o C, чтобы согреть только хвост крысы. Следует следить за температурой ванны, чтобы не допустить ожога хвоста.

Доступ к боковой хвостовой вене обычно осуществляется примерно на одной трети длины хвоста от кончика хвоста, двигаясь к основанию хвоста для нескольких образцов. Образцы крови следует брать только у основания хвоста, если в другом месте не видно вен. Взятие первых образцов с проксимального конца хвоста может привести к периваскулярному тромбу и воспалению, что значительно снижает приток крови к дистальной части сосуда.

На протяжении всей процедуры следует использовать надлежащие асептические методы. Необученных крыс необходимо сдерживать, что может вызвать стресс; следовательно, продолжительность ограничения свободы должна быть сведена к минимуму. Приученные крысы испытывают гораздо меньший стресс при ручном сдерживании, чем при сдерживании в трубке.
 

Крыса, обученная собирать кровь из хвостовой вены. После обучения и акклиматизации крыса выглядит спокойной и послушной, и ее не нужно ограничивать во время процедуры.

Кровоток следует остановить, надавив пальцем на мягкие ткани. В месте забора крови следует поместить палец примерно на 30 секунд, прежде чем животное вернут в клетку.

Резюме

Возмещение Рекомендация
Количество образцов За сеанс и в течение любого 24-часового периода следует брать не более восьми образцов крови, в зависимости от объема образца.
Объем образца 0,1–2 мл
Оборудование Игла 21G–23G или игла-бабочка или копье
Кадровые ресурсы При использовании держателя пробирки для взятия образца крови требуется один человек. Два человека требуются, если крысу держат для отбора проб.
Побочные эффекты
  • Инфекция <1%
  • Кровотечение <1%
Прочее Крыс можно согревать, чтобы расширить кровеносный сосуд.Следует соблюдать осторожность, чтобы избежать гипертермии и обезвоживания.

Ресурсы и ссылки

  1. Ли Г. и Гусенс К.А. (2015 г.). Забор крови из латеральной хвостовой вены крысы. Журнал визуализированных экспериментов: JoVE  99: e52766. дои: 10.3791/52766

  2. Diehl KH и др. (2001). Руководство по эффективной практике введения веществ и взятия крови, включая пути и объемы. Журнал прикладной токсикологии  21(1): 15–23.doi: 10.1002/jat.727

  3. Morton DB и др. (1993). Удаление крови у лабораторных млекопитающих и птиц. Лабораторное животное  27 (1): 1–22. дои: 10.1258/00236779378108241

  4. Флаттерт М и др. (2000) . Усовершенствованный метод последовательного забора крови путем разреза хвоста у крыс. Лабораторные животные 34(4):372-8. дои: 10.1258/002367700780387714

  5. Ли Г. и Гусенс К.А. (2015 г.).Забор крови из латеральной хвостовой вены крысы. Journal of Visualized Experiments: JoVE (99): 52766. doi: 10.3791/52766

  6. Цзоу В. и др. (2017). Повторный забор крови из хвостовой вены ненаркотизированных крыс с помощью вакуумной системы забора крови. Journal of Visualized Experiments: JoVE (130): 55852. doi: 10.3791/55852

Яремная вена (нехирургическая)

Техника

Отбор проб из яремной вены можно использовать для всех штаммов, но для предотвращения вреда для крыс требуется высокая степень компетентности.Его использование должно быть ограничено, например, исследованиями, в которых требуется сбор крови сразу после введения дозы (например, ингаляционные и инфузионные исследования) или где требуется место отбора проб, удаленное от места введения дозы (например, внутривенные исследования). Согревание крысы не требуется.

Один человек должен брать образец крови, а другой — для сдерживания и наблюдения за крысой. При необходимости лицо, берущее образец крови, может зафиксировать голову с помощью шапочки. Кровь берут из небольшого треугольного участка кожи прямо под лопаткой.Голова наклонена под углом в головном уборе, что делает место отбора проб заметным. При необходимости визуализацию области отбора проб можно улучшить, подстригая шерсть животного. Также возможен забор яремной вены у одного человека, хотя это требует очень высокого уровня навыков.

Отбор проб должен проводиться в асептических условиях. На образец можно собрать 0,1–2 мл (обычно 0,1–0,3 мл) крови и, в зависимости от объема образца и научного обоснования, до восьми образцов в течение 24 часов.Количество уколов иглой при каждой попытке должно быть ограничено тремя. Если требуется больше образцов, следует рассмотреть возможность хирургической катетеризации или временной канюляции другого кровеносного сосуда.

Поток крови должен быть остановлен перед возвращением крысы в ​​клетку путем легкого нажатия на место забора крови в течение тридцати секунд.

Резюме

Возмещение Рекомендация
Количество образцов В течение 24 часов следует брать не более восьми образцов крови.
Объем образца 0,1–2 мл (обычно 0,1–0,3 мл)
Оборудование Игла 23G (длина 1 дюйм)
Кадровые ресурсы Два человека: один для взятия образца крови, а другой для сдерживания и наблюдения за крысой.
Побочные эффекты
  • Синяк
  • Инфекция <1%
  • Кровотечение <1%
Прочее Для выполнения этой техники требуется высокая степень компетентности.

Ресурсы и ссылки

Подкожная вена (нехирургическая)

Техника

Отбор проб из латеральной подкожной вены — это относительно быстрый метод получения образцов крови от всех линий крыс. Крыс не нужно согревать.

Слайды и видеоролики об ограничении, бритье и отборе проб для этой техники с мышами доступны на веб-сайтах Норвежского справочного центра лабораторных исследований животных и альтернатив.

Кровь берут из латеральной подкожной вены, которая проходит дорсально, а затем латерально над предплюсневым суставом. Чтобы улучшить визуализацию вены, место взятия образца можно выбрить электрическими машинками для стрижки. Бритье нужно повторять только по мере того, как волосы снова отрастают.

Крысу следует фиксировать либо вручную, либо с помощью фиксирующей трубки. Это может вызвать стресс, поэтому продолжительность сдерживания должна быть сведена к минимуму. При использовании удерживающей трубки она должна соответствовать размеру крысы.Все формы фиксирующего оборудования следует часто мыть, чтобы предотвратить вызванный феромонами стресс или перекрестную инфекцию.

Для сбора крови заднюю ногу следует зафиксировать в вытянутом положении, слегка надавив вниз непосредственно над коленным суставом. Это натягивает кожу над лодыжкой, облегчая клипирование и иммобилизацию подкожной вены. Обратите внимание, что удаление волос путем бритья лезвием скальпеля больше не рекомендуется , поскольку при этом удаляются эпидермальные слои кожи.Следует использовать асептическую технику. Анестезия не обязательна, но может быть использована из соображений благополучия для животных, которых трудно удерживать. Если седативные средства содержат периферические вазодилататоры, дозы должны быть низкими, чтобы избежать длительного кровотечения из места пункции. Количество попыток забора крови должно быть сведено к минимуму (не более трех уколов иглой за одну попытку). Кровь собирают капиллярным путем в гематокритную пробирку или пассивно в пробирку.

Кровоток можно остановить легким нажатием пальца на место прокола или простым ослаблением руки оператора на ноге животного.Животных нельзя возвращать в клетку до остановки кровотока.

В течение 24 часов следует брать не более четырех образцов крови. Если требуется больше образцов, следует рассмотреть возможность хирургической катетеризации или временной канюляции. Для нескольких образцов следует удалить струп или сгусток крови.

Крысы могут демонстрировать временное предпочтение конечности после взятия образца из подкожной вены.

Резюме

Возмещение Рекомендация
Количество образцов В течение 24 часов следует брать не более четырех образцов крови
Объем образца До 0.2 мл можно взять для одной пробы, которую обычно можно повторять с интервалом в 2 недели без нарушения гематологического статуса. В качестве альтернативы можно брать несколько проб меньшего размера (например, 0,02 мл в день) с учетом ограничений по объему пробы.
Оборудование Игла или копье 23G
Кадровые ресурсы Один человек, если используется фиксирующая трубка. При использовании ручного сдерживания требуются два человека: один для обращения с крысой и один для взятия образца крови.
Побочные эффекты
  • Синяк
  • Кровотечение
  • Инфекция
  • Временное протезирование конечности

Ресурсы и ссылки

Временная канюля (нехирургическая)

Техника

Временное канюлирование латеральной хвостовой вены следует рассматривать, когда требуются повторные образцы крови в течение короткого периода времени (например,грамм. несколько часов), так как это позволяет избежать множественных уколов иглой и связанного с этим повреждения хвостовой вены. Этот метод можно комбинировать с обычным кровотечением из хвостовой вены, чтобы разместить все образцы крови, требуемые данным протоколом, но уменьшить количество вводов иглы и сократить время, которое крыса должна проводить в камере для обогрева (поскольку нагревание может не потребоваться для взятия крови). через временную канюлю). Он подходит для использования на всех линиях крыс, и животных можно содержать в группах в течение периода исследования.

Кровотечение из хвоста обычно требует согревания крыс, чтобы расширить кровеносный сосуд перед взятием образца. Это может вызвать стресс и вызвать обезвоживание из-за слюноотделения, а также увеличить скорость метаболизма, что может повлиять на экспериментальные данные. Удерживание крысы в ​​течение длительного времени в удерживающей трубке также может привести к тому, что она станет горячей, что вызовет стресс у крысы и может повлиять на параметры крови. Посмотрите эту технику ниже.
 

Хирургическое вмешательство не требуется.Внутривенный катетер вводится в вену путем прокола кожи и фиксируется лейкопластырем на месте . Промывка гепарином (0,1 мл) используется после размещения и между образцами для предотвращения свертывания крови. В выведенный наружу конец канюли вставляется порт доступа, который останавливает поток крови, и катетер фиксируется на месте.

Во время процедуры следует использовать соответствующую асептическую технику. Хвост, возможно, придется промыть, чтобы визуализировать кровеносный сосуд.

0.1–2,0 мл (обычно 0,1–0,3 мл) можно взять на образец, и, в зависимости от объема образца и учета последствий многократного нагревания и удержания, не более шести образцов в течение двухчасового периода или восьми образцов в течение 24 часов. -часовой период.

Боковая хвостовая вена обычно доступна примерно на одной трети длины хвоста от кончика хвоста. Не следует пытаться канюлировать основание хвоста, так как это может привести к периваскулярному тромбу и воспалению, что значительно снижает приток крови к дистальной части сосуда.Если катетеризация не удалась, в качестве альтернативы может быть использована прямая венепункция. Количество попыток взятия любой пробы крови должно быть сведено к минимуму (не более трех уколов иглой за одну попытку).

Перед канюляцией используется нагревательный шкаф (39 o C до 10 минут). Последующее нагревание перед отбором проб может не потребоваться, если кровь «свободно течет». При необходимости крысу можно согреть на короткое время (до пяти минут) по мере необходимости. За крысой следует тщательно наблюдать, в том числе проверять наличие признаков гипертермии и обезвоживания.Время нахождения крысы в ​​камере для обогрева следует регистрировать, а камеру следует регулярно калибровать, чтобы избежать гипертермии; на цифровые дисплеи полагаться не следует. Важно обеспечить равномерную температуру в шкафу и отсутствие «горячих точек». В качестве альтернативы можно использовать теплую ванну при температуре не более 39 90 388 o 90 389 C, чтобы согреть только хвост крысы. Следует следить за температурой ванны, иначе можно обжечь хвост.

Крыс необходимо сдерживать, что может вызвать стресс, поэтому продолжительность сдерживания должна быть сведена к минимуму.Ограничение может быть как ручным, так и с помощью удерживающей трубки. Неподтвержденные данные свидетельствуют о том, что удержание крысы вызывает меньше стресса, чем использование удерживающей трубки. Если используется удерживающая трубка, она должна соответствовать размеру крысы во избежание повреждения хвоста, семенников, конечностей и спины. Все формы фиксирующего оборудования следует часто мыть, чтобы предотвратить вызванный феромонами стресс или перекрестную инфекцию.

Резюме

Возмещение Рекомендация
Количество образцов В идеале следует брать не более шести образцов в течение двух часов или восьми образцов в течение 24 часов, в зависимости от объема образца и учета последствий повторного нагревания и удержания.
Объем образца 0,1–2,0 мл (обычно 0,1–0,3 мл)
Оборудование 22G 0,90 мм внутривенно катетер
Кадровые ресурсы При использовании держателя пробирки для взятия образца крови требуется один человек. Два человека потребуются, если один будет удерживать крысу вручную. Для больших партий животных требуется два человека: один человек для взятия образца крови и один для работы с нагревательным шкафом.
Побочные эффекты
  • Синяк
  • Инфекция <1%
  • Кровотечение <1%
Прочее Крыс согревают для расширения кровеносных сосудов, и следует соблюдать осторожность, чтобы избежать гипертермии и обезвоживания. Время, в течение которого животное подвергается согреванию и обездвиживанию, должно быть сведено к минимуму.

Ресурсы и ссылки

  1. Ли Г. и Гусенс К.А. (2015).Забор крови из латеральной хвостовой вены крысы. Журнал визуализированных экспериментов: JoVE  (99): 52766. doi: 10.3791/52766

  2. Линг С. и Джамали Ф. (2003). Влияние хирургии канюлирования и стресса на концентрацию кортикостерона в плазме у крыс: применение улучшенного анализа кортикостерона ВЭЖХ. Journal of Pharmacy and Pharmaceutical Sciences  6(2): 246-51. PMID: 12935437. 

  3. Нолан Т.Е. и Кляйн Х.Дж. (2002).Методы сосудистой инфузионной биотехнологии в исследованиях на грызунах. Журнал Института исследований лабораторных животных  43(3): 175-82. doi: 10.1093/ilar.43.3.175

Ретро-орбитальный (терминал)

Техника

Ретроорбитальное кровотечение следует выполнять только под терминальной анестезией из-за серьезности побочных эффектов, которые могут возникнуть при использовании этого метода даже в опытных руках (резюме приведено ниже).

Также называется периорбитальным, заднеорбитальным и орбитальным венозным синусовым кровотечением.

Кровь берется из венозного синуса. Крысу связывают, шею аккуратно расчесывают, а глаза выпячивают. Капиллярная трубка/пипетка вводится медиально, латерально или дорсально. Крови позволяют течь под действием капиллярной силы в капиллярную трубку/пипетку. Полученный образец представляет собой смесь венозной крови и тканевой жидкости и не является репрезентативным для венозной крови.

Резюме

Возмещение Рекомендация

Количество образцов

Один

Объем образца

>3 мл при проведении терминальной процедуры

Оборудование

Стеклянная капиллярная трубка или пипетка Пастера.

Кадровые ресурсы

Для забора крови требуется один человек.

Прочее

Процедуру следует проводить под терминальной анестезией.

Побочные эффекты
  • Ретроорбитальное кровоизлияние, приводящее к гематоме и чрезмерному давлению на глаз
  • Изъязвление роговицы, кератит, образование паннуса, разрыв глазного яблока и микроофтальмия , вызванные экзофтальмом глазного яблока
  • Повреждение зрительного нерва и других интраорбитальных структур, которое может привести к ухудшению зрения и слепоте
  • Перелом хрупких костей глазницы и повреждение нервов микропипеткой
  • Проникновение самого глазного яблока с потерей стекловидного тела

Ресурсы и ссылки

Брюшной/грудной кровеносный сосуд (концевой)

Техника

Этот метод подходит для всех линий крыс и подходит для получения одного большого образца крови хорошего качества от умерщвленной крысы или крысы, находящейся под терминальной анестезией.Образец объемом 5-10 мл можно взять из воротной вены печени или 10-15 мл из других сосудов брюшной полости/грудной клетки, в зависимости от размера крысы. Поскольку сердце не прокалывается, этот метод можно использовать там, где необходимо избежать повреждения сердца.

Кровь берут из брюшной аорты, каудальной или дорсальной аорты, полой вены или воротной вены печени, доступ к которым осуществляется через лапаротомию или торакотомию. Удаление соединительной ткани и надавливание пальцем необходимо для расширения сосуда.Кровь следует забирать медленно, чтобы предотвратить коллапс сосуда. Необходима глубокая хирургическая анестезия.

Резюме

Возмещение Рекомендация
Количество образцов Один
Объем образца До 10 мл из воротной вены печени или 15 мл из других брюшных/грудных сосудов, в зависимости от размера крысы.
Оборудование 19 — игла 21G
Кадровые ресурсы Для взятия образца требуется один человек.

Ресурсы и ссылки

  1. Parasuraman S  и др. (2010). Сбор проб крови у мелких лабораторных животных. Журнал фармакологии и фармакотерапии  1(2): 87–93. doi: 10.4103/0976-500X.72350

  2. Morton DB и др. (2001 г.). Уточнение процедур введения веществ. Лабораторные животные  35(1): 1-41. дои: 10.1258/00236770115

Сердечная пункция (терминальная)

Техника

Пункция сердца не должна использоваться, если необходимо провести лаваж брюшины для сбора клеток, так как этот метод может привести к попаданию крови в брюшную полость.

Сердечная пункция — это подходящий метод для получения одного большого образца хорошего качества от умерщвленной крысы или крысы, находящейся под глубокой терминальной анестезией, если параметры коагуляции, отдельный артериальный или венозный образец или гистология сердца не требуются.Он подходит для всех штаммов крыс.

Образец 10-15 мл крови может быть получен в зависимости от размера крысы и того, бьется ли сердце. Образцы крови берут из сердца, предпочтительно из желудочка, доступ к которому можно получить либо через левую сторону грудной клетки, через диафрагму, из верхней части грудины, либо путем выполнения торакотомии. Кровь следует забирать медленно, чтобы предотвратить коллапс сердца.

Резюме

Возмещение Рекомендация
Количество образцов Один
Объем образца До 15 мл
Оборудование Игла 19G–21G
Кадровые ресурсы Для забора крови требуется один человек.

Ресурсы и ссылки

  1. Beeton C и др. (2007 г.). Забор крови у крыс через подкожную вену и путем пункции сердца. Журнал визуализированных экспериментов: JoVE (7): 266. doi: 10.3791/266

  2. Parasuraman S  и др. (2010). Сбор проб крови у мелких лабораторных животных. Журнал фармакологии и фармакотерапии  1(2): 87–93. doi: 10.4103/0976-500X.72350  

  3. Morton DB и др.  (2001 г.). Уточнение процедур введения веществ. Лабораторные животные  35(1): 1-41. дои: 10.1258/00236770115

Список 1 оглушение и обезглавливание (терминал)

Техника

Хотя этот метод подходит для всех линий крыс, его следует использовать только в редких случаях и при наличии исключительного научного обоснования.

Кроме того, ASPA ограничивает его использование грызунами с массой тела 1 кг или менее. Основной причиной использования этого метода является получение большого объема крови, на который не повлияли анестетики или углекислый газ. При необходимости из ствола можно взять большой объем крови, но следует отметить, что существует риск контаминации из других жидкостей и тканей организма.

Чтобы считаться методом эвтаназии Списка 1, крысы, которые были оглушены, должны быть признаны мертвыми до того, как может быть проведено обезглавливание (например,грамм. путем подтверждения прекращения циркуляции или обескровливания — см. Раздел 1(4) измененного ООРА). Этот метод должен выполняться только людьми, компетентными в этом методе для вида и размера животного. Обучение оглушению и обезглавливанию следует проводить на мертвых животных.

Резюме

Возмещение Рекомендация
Количество образцов Один
Объем образца До 10 мл
Оборудование Подходящий острый инструмент для обезглавливания (например,г., гильотина или острые ножницы).
Кадровые ресурсы Для забора крови требуется один человек.
Прочее Для использования этой техники требуется высокий уровень знаний.

Обезглавливание (терминал)

Техника

Этот метод следует использовать только в исключительных случаях. В Великобритании этот метод не относится к методу эвтаназии, включенному в Список 1, и, следовательно, требуется личный и проектный лицензионный орган .

Кровь из ствола берется из места обезглавливания животного под глубокой терминальной анестезией. Следует отметить, что существует риск заражения другими жидкостями и тканями организма. Обучение декапитации следует проводить на мертвых животных.

Резюме

Количество образцов Один
Объем образца До 10 мл
Оборудование Подходящий острый инструмент для обезглавливания (например,грамм. гильотина или острые ножницы).
Кадровые ресурсы Для забора крови требуется один человек.
Прочее Для этой техники требуется высокий уровень знаний

Физиологическое и патологическое влияние забора крови путем ретробульбарной пункции синуса и флеботомии лицевой вены у лабораторных мышей

Abstract

Ретробульбарная пункция синуса и флеботомия лицевой вены — два широко используемых метода забора крови у лабораторных мышей.Тем не менее, последствия этих методов для благополучия животных в настоящее время обсуждаются, а возможные физиологические и патологические последствия взятия проб крови с использованием этих методов мало изучены. Таким образом, это исследование было проведено для оценки и сравнения результатов забора крови путем пункции ретробульбарных пазух и флеботомии лицевых вен. Кровь брали либо из ретробульбарного синуса, либо из лицевой вены самцов мышей C57BL/6J в двух временных точках, и образцы анализировали на содержание кортикостерона в плазме.Массу тела измеряли в день забора крови и на следующий день после забора крови, а потребление пищи регистрировали автоматически в течение 24 часов после процедуры. В конце исследования были собраны щеки и орбитальные области для гистопатологического анализа для оценки степени травмы тканей. У мышей, подвергшихся флеботомии лицевых вен, уровень кортикостерона в плазме был значительно повышен в обе временные точки, в отличие от мышей, подвергшихся ретробульбарной пункции синуса, у которых этого не произошло.Обе группы отобранных мышей потеряли вес после забора крови, но потеря веса тела была выше у мышей, подвергшихся флеботомии лицевых вен. Потребление пищи существенно не отличалось между двумя группами. При макроскопическом вскрытии подкожные гематомы были обнаружены в обеих группах, а гистопатологический анализ выявил обширную травму тканей после флеботомии лицевых вен и пункции ретробульбарных пазух. Это исследование показывает, что оба метода отбора проб крови оказывают значительное влияние на физиологическое состояние животных, что следует учитывать при получении проб крови.

Образец цитирования: Teilmann AC, Nygaard Madsen A, Holst B, Hau J, Rozell B, Abelson KSP (2014) Физиологическое и патологическое влияние забора крови путем ретробульбарной пункции синуса и флеботомии лицевых вен у лабораторных мышей. ПЛОС ОДИН 9(11): е113225. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0113225

Редактор: Кристофер Джеймс Джонсон, Национальный центр охраны дикой природы Геологической службы США, США

Получено: 11 июня 2014 г.; Принято: 21 октября 2014 г.; Опубликовано: 26 ноября 2014 г.

Авторские права: © 2014 Teilmann et al.Это статья с открытым доступом, распространяемая в соответствии с лицензией Creative Commons Attribution License, которая разрешает неограниченное использование, распространение и воспроизведение на любом носителе при условии указания оригинального автора и источника.

Доступность данных: Авторы подтверждают, что все данные, лежащие в основе выводов, полностью доступны без ограничений. Соответствующие данные доступны через Figshare по следующим ссылкам: http://dx.doi.org/10.6084/m9.figshare.1138671 для данных о массе тела, http://dx.doi.org/10.6084/m9.figshare.1138672 для данных о потреблении пищи и http://dx.doi.org/10.6084/m9.figshare.1138673 для данных по кортикостерону в плазме.

Финансирование: Авторы не имеют поддержки или финансирования для отчета.

Конкурирующие интересы: Авторы заявили об отсутствии конкурирующих интересов.

Введение

Взятие крови у лабораторных мышей является обычной экспериментальной процедурой. В идеале забор крови должен быть минимально инвазивным и оказывать минимальное влияние как на самочувствие животных [1]–[3], так и на экспериментальные данные [4], [5].

Ретробульбарная пункция синуса (RSP), часто также называемая ретроорбитальной пункцией синуса [5], [6], у лабораторных грызунов является широко используемым методом для забора крови. Однако этот метод является спорным и обсуждаемым [7]. В то время как некоторые авторы заявляют, что опытный оператор не причинит серьезного вреда животным [8], [9], другие критикуют метод за то, что он может серьезно повредить ткани орбиты [10]–[12], а также причинить вред животным. благополучие [13], [14].Однако большинство этих исследований было проведено на крысах, и оценка метода на мышах имеет большое значение.

Другим часто используемым методом забора крови у мышей является флеботомия лицевой вены (FVP) или (иногда) пункция поверхностной височной вены [15]. Несмотря на его широкое использование, несколько исследований изучали потенциальное влияние этого метода на мышей [16]. Этот метод потенциально может повредить внутреннее ухо, а также основные жевательные мышцы, что приведет к значительному стрессу и боли, а также к функциональному нарушению жевания.Кроме того, этот метод был связан с низкой частотой неконтролируемого кровотечения [15], [16], и, таким образом, мыши могут подвергаться риску гиповолемического шока и смерти.

FVP и RSP — это методы, которые позволяют брать большие (0,2–0,5 мл) объемы крови [17], [18], в отличие от забора из хвостовой вены, который обычно дает объемы 0,1–0,15 мл [11]. По этой причине FVP и RSP широко используются для рутинного забора крови у мышей, хотя в исследованиях выживания может быть получено меньше крови в соответствии с общими рекомендациями [11], [19].Насколько нам известно, ни одно исследование не сравнило физиологические и тканевые эффекты взятия проб крови с использованием этих двух методов у мышей. Поскольку RSP подвергается широкой критике, FVP часто называют лучшим методом забора крови, но без надлежащей оценки такие утверждения не будут иметь научной основы.

Цель настоящего исследования состояла в том, чтобы сравнить уровни стресса у мышей путем измерения уровня кортикостерона, массы тела и потребления пищи в течение 24 часов после забора крови с помощью либо RSP, либо FVP.Кроме того, степень травмы тканей, связанная с двумя процедурами, изучалась с помощью гистопатологии. Гипотеза заключалась в том, что FVP является не менее стрессовым методом забора крови у мышей по сравнению с RSP. Ожидалось, что мыши, подвергнутые FVP, будут испытывать такой же или более высокий уровень стресса в отношении взятия образцов крови, чем мыши, подвергнутые RSP. Ожидалось, что степень травматизации тканей будет отражать инвазивность метода с местными острыми воспалительными реакциями в качестве последствий в обеих группах.

Материалы и методы

Эксперимент был одобрен Инспекцией по экспериментам на животных при Министерстве продовольствия, сельского хозяйства и рыболовства Дании (номер лицензии: 2014-15-2934-01055). С мышами постоянно работал опытный персонал в соответствии с Руководством по уходу и использованию лабораторных животных [20] в полностью аккредитованном AAALAC учреждении. Рутинный мониторинг здоровья был основан на рекомендациях FELASA [21]. Тесты животных не дали положительных результатов ни на один из патогенов из списка FELASA.

Всего 32 пятимесячных самца мышей C57BL/6J весом 30,5±2,3 г (среднее ± стандартное отклонение) случайным образом разделили на три группы: одна контрольная группа (группа 1, N = 8), одна группа подвергалась FVP ( 2-я группа, N = 12) и одна группа, подвергшаяся РСП (3-я группа, N = 12). Мышей ранее использовали в другом исследовании в том же учреждении, но в соответствии с тремя R в отношении сокращения [22] мышей использовали повторно для этой цели. Перед настоящим исследованием мышам был предоставлен трехмесячный период акклиматизации.У мышей ранее не брали пробы крови ни одним из двух методов, использованных в настоящем исследовании.

Корпус

Мышей помещали группами по четыре человека в систему мониторинга кормления (HM-2, MBRose, Faaborg, Дания). Что касается настоящего исследования, они были пронумерованы, а затем номера были случайным образом распределены между группами, так что все клетки содержали мышей из всех трех групп без физического смешивания животных. Это было сделано для того, чтобы избежать предвзятости, связанной с клеткой, в отношении взятия проб крови и избежать межсамцовой агрессии в отношении создания новых групп.Мыши были чипированы (Datamars, Wobum, USA) между лопатками в возрасте семи недель в связи с предыдущим исследованием, которое было повторно использовано в настоящем исследовании для индивидуального распознавания в системе кормления.

Отдельные мыши были распознаны системой, когда они вошли в центр кормления. В каждой клетке имелось по две кормушки, чтобы избежать агрессии по отношению к кормлению. Потребление пищи регистрировали автоматически в течение четырех дней до эксперимента и в течение 24 часов после забора крови.Чтобы иметь возможность брать пробы крови на пике и надире в рабочие часы лаборатории, искусственное освещение включалось с 23:00, тем самым поддерживая обратный суточный ритм с циклом свет-темнота 12∶12 часов. Это было сделано за две недели до эксперимента, чтобы обеспечить достаточное привыкание к смещению фотопериода [23], [24]. Температуру в клетке поддерживали на уровне 22°C±2°C, относительную влажность 45–65%, воздухообмен 75 ч -1 . В качестве подстилки использовали древесную стружку (Tapvei Oy., Kortteinen, Финляндия).Для обогащения окружающей среды использовались битые кирпичи (Tapvet, Kortteinen, Финляндия), материалы для гнездования Enviro-dri (специальная бумага Shepherd, Quakertown, Пенсильвания, США) и картонные домики (Brogaarden, Gentofte, Дания). В день 1 всех мышей взвешивали в связи с первым образцом крови, но после того, как образец был получен, чтобы избежать влияния взвешивания на кортикостерон плазмы. Однако контрольных мышей взвешивали непосредственно перед обезглавливанием. Взвешивание, декапитацию и забор крови проводили в течение 60 секунд после того, как мышь была извлечена из клетки.Поскольку кортикостерон плазмы повышается в кровотоке в течение 2–3 минут после стрессового раздражителя [25]–[27], образцы крови мышей 1-й группы служили контролем для образцов, взятых ФВП и РСП. На 2-й день мышей в группах 2 и 3 взвешивали утром перед эвтаназией и вскрытием.

Забор крови

Мышей группы 1 обезглавливали и собирали кровь из туловища для определения уровней кортикостерона в плазме, не зависящих от стресса. Четырех мышей усыпили в 9:00, что соответствует 16:00 в обратном световом цикле, и четырех мышей усыпили в 11:00, что соответствует 18:00 в обратном световом цикле.Соответствующие обратные временные точки с этого момента используются на протяжении всей рукописи.

Мышей из группы 2 удерживали, крепко сжимая загривок, и лицевую вену пунктировали на латеральной стороне щеки в 16 и 18 часов с помощью 5-мм ланцета Goldenrod (MEDIpoint, Нью-Йорк, США). Правую лицевую вену пунктировали для первого образца крови и левую лицевую вену для второго образца крови. Для количественного определения точного объема образца к месту пункции прикладывали капиллярную пробирку объемом 75 мкл, покрытую ЭДТА (Vitrex Medical, Herlev, Дания), и в капиллярную пробирку собирали образец крови.Чтобы избежать повреждения внутреннего уха, экспериментатор стремился проколоть лицевую вену, а не поверхностную височную вену [28], [29].

Мышей из группы 3 обездвиживали так же, как мышей из группы 2, и образцы крови брали в 16 и 18 часов путем пункции ретробульбарного синуса из медиального угла глазной щели с использованием чистых капиллярных трубок объемом 75 мкл, покрытых ЭДТА [30]. . Кровь брали из правого синуса для первого образца крови и из левого синуса для второго образца крови.

После забора крови стаз (ограничение) сняли, и мышей вернули в их клетки.Образцы крови были взяты квалифицированным персоналом с использованием методов на регулярной основе. Один исследователь, имевший опыт работы с FVP, брал образцы у мышей группы 2, а другой исследователь, имеющий опыт работы с RSP, брал образцы у мышей группы 3. При взятии образцов крови анестезия не применялась, чтобы свести к минимуму неравные различия между животными. Все образцы крови были получены в пределах ±15 минут от каждой временной точки.

Образцы крови центрифугировали при 7000×g в течение пяти минут в микроцентрифуге (микроцентрифуга 1-15P, Sigma, Шропшир, Великобритания) для выделения плазмы, которую затем хранили при -21°C до анализа.Уровни кортикостерона в плазме определяли дважды с помощью твердофазного иммуноферментного анализа (ELISA) (EIA-4164; DRG Diagnostics, Марбург, Германия) в соответствии с инструкциями производителя.

Патология

Через двадцать четыре часа после забора крови мышей переводили в специально отведенное помещение для вскрытия. Мышей обезглавливали и удаляли кожу, покрывающую череп, для проверки подкожных изменений. После этого голову разрезали по средней линии бритвенным лезвием и погружали в 4% буферный раствор формальдегида (формальдегид Gurr, VWR, Вена, Австрия).Через три дня ткани переносили в 70% этанол (Kemetyl, Køge, Дания). Перед парафиновой инфильтрацией образцы погружали на 10 дней в раствор для декальцинации, состоящий из смеси 1:1 44% муравьиной кислоты (GPR RECTAPUR Myresyre, VWR, Herlev, Дания) и 20% цитрата натрия (Merck Millipore tri-natriumcitrat). дигидрат, VWR, Херлев, Дания) в водном растворе. Поперечные срезы каждой стороны черепа были получены после декальцинации на уровне медиального угла глазной щели для глазных срезов и на уровне каудальной части жевательной мышцы для щечных срезов, как показано на рисунке 1, где были размещены ростральные стороны срезов. лицевой стороной вниз в кассетах.Обрезанную ткань заливали в парафин по стандартной методике [31], срезы толщиной 4 мкм делали на ротационном микротоме (Thermo Scientific HM355S, AX-lab, Vedbæk, Дания) и окрашивали гематоксилином и эозином. На каждом участке оценивали три среза, разделенные расстоянием 50 мкм каждый. Поскольку контрольные мыши были подвергнуты эвтаназии в связи с забором крови, щеки мышей, подвергшихся RSP, служили контрольными образцами для мышей, подвергшихся FVP, и наоборот.

Рис. 1.Анатомический обзор.

Образцы крови брали либо из лицевой вены (F. v.), либо через медиальный угол глазной щели для пункции ретробульбарного венозного синуса. Связанными анатомическими образованиями в голове являются экстраорбитальная слезная железа (Ex), околоушная железа (Pa), поднижнечелюстная железа (Sm), глубокая (Mas-d) и поверхностная жевательные мышцы (Mas-s), поверхностная височная вена ( T.v.) и наружной яремной вены (J.ex). Зеленые пунктирные линии обозначают срезы для гистопатологии.Номенклатура и анатомия основаны на Popesko et al. [29]

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0113225.g001

Статистика

Данные были проанализированы в SPSS Statistics 20 (IBM, Армонк, штат Нью-Йорк, США) и проанализированы на предмет нормальности с использованием тестов Шапиро-Уилка либо на непреобразованных, либо на логарифмически преобразованных данных. Нормально распределенные наборы данных были проанализированы либо с помощью однофакторного дисперсионного анализа (ANOVA), либо с помощью многомерного дисперсионного анализа для сравнения общей разницы внутри групп и между ними, а также с помощью апостериорных тестов Тьюки .Тест Левена на равенство выборочных дисперсий был проведен для проверки того, были ли дисперсии равны между группами. Статистические данные представлены в виде F-значения, F(df w , df b ), где df — степени свободы внутри и между группами соответственно. Кроме того, данные о массе тела и потреблении пищи подвергали повторным измерениям ANOVA. Наборы данных, которые не подчинялись распределению Гаусса, были проанализированы с помощью H-критерия Крускала-Уоллиса, где статистика представлена ​​в виде H-значения, H(df) или U-критерия Манна-Уитни, где статистика представлена ​​в виде U -значение, а также асимптотическое значение (двустороннее) p -значение.Значения P <0,05 считались значимыми.

Результаты

Масса тела и потребление пищи

Масса тела до процедуры (Pre) существенно не отличалась между тремя группами (F(2)  = 0,315, p  = 0,733). Масса тела после процедуры (Post) также существенно не различалась между группами (F(1)  = 0,064, p  = 0,803). Однако повторные измерения ANOVA выявили общее значительное снижение массы тела между первым и вторым измерением (F(1.000, 22,000)  = 47,695, p <0,001), что также было видно при анализе группы СЗП (F(1,000, 11,000)  = 52,852, p <0,001) и группы РСП (F(1,000, 1) = 9,489, p  = 0,010) по отдельности (рис. 2а). Потеря массы тела (ΔBW) была значительно выше у мышей FVP, чем у мышей, подвергшихся RSP ( U  = 36,500, p  = 0,040) (рис. 2b). Данные доступны через Figshare по адресу http://dx.doi.org/10.6084/m9.figshare.1138671.

Рис. 2.Масса тела у мышей, подвергшихся флеботомии лицевых вен (FVP, N = 12) и пункции ретробульбарных пазух (RSP, N = 12).

На рисунке 2a показаны измерения до процедуры (день 1) и после процедуры (день 2) (среднее значение ± стандартная ошибка среднего). Контрольных мышей (95% ДИ; 26,5–35,8 г) также взвешивали в 1-й день, но они были подвергнуты эвтаназии в связи с забором крови из ствола, поэтому масса тела не была доступна на 2-й день и поэтому не показана. Мышей отбирали с помощью FVP (повторные измерения ANOVA, p <0,001) и RSP (повторные измерения ANOVA, p = 0.010) значительно похудела после забора крови (2а). На 2b показана потеря массы тела (Δмасса тела, медиана с минимальными и максимальными значениями). Потеря массы тела у мышей FVP была значительно больше, чем у мышей RSP (U-критерий Манна-Уитни, р = 0,040). Объем потерянной крови в связи с забором крови не был включен в расчет потери массы тела.

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0113225.g002

Среднесуточное потребление пищи, зарегистрированное в течение четырех дней до эксперимента, существенно не отличалось между группами.Мыши, подвергшиеся FVP и RSP, потребляли значительно меньше корма в течение 24 часов после забора крови по сравнению с доэкспериментальными уровнями. Снижение потребления пищи после взятия проб крови не различалось между группами (рисунок S1 и таблица S1 в файле S1). Потребление пищи существенно не различалось между группами через два, четыре, шесть, двенадцать и 24 часа после процедуры (рис. 3а, таблица 1), хотя наблюдалась тенденция к меньшему потреблению пищи мышами, подвергнутыми FVP, в течение 24 часов после процедуры. забор крови (рис. 3b) (данные доступны на http://dx.doi.org/10.6084/m9.figshare.1138672). Ни количество приемов пищи, ни размер порции, определяемый как потребление пищи (грамм) за один прием пищи, не отличались между группами в любой момент времени после забора крови (таблица 1). Однако в течение первых двух часов после процедуры у мышей FVP наблюдалась тенденция к уменьшению размера порции.

Рис. 3. Потребление пищи в течение 24 часов после забора крови у мышей, отобранных путем флеботомии лицевых вен (FVP, N = 12) и ретробульбарной пункции синуса (RSP, N = 12).

На рисунке 3а показано общее потребление пищи. Линии обозначают средства. На рис. 3b показано совокупное потребление корма, автоматически регистрируемое в системе мониторинга кормления в течение 24 часов; означает (линии) ± SEM (светлые и темно-серые области). Образцы крови были получены в 16 и 18 часов. Окончательный образец крови был получен в начале темного периода (серый прямоугольник). Существенной разницы между группами обнаружено не было (ANOVA, P  = 0,101).

https://дои.org/10.1371/journal.pone.0113225.g003

Таблица 1. Потребление пищи (г), количество приемов пищи и размер порции (г/прием пищи) у мышей, подвергнутых флеботомии лицевых вен (FVP, N = 12) пункция ретробульбарных пазух (RSP, N = 12) через два, четыре, шесть, двенадцать и 24 часа (ч) после забора крови (среднее значение ± стандартная ошибка среднего), проанализированная с помощью одностороннего дисперсионного анализа (показан F- значения и степеней свободы (F(1))) или U-критерий Манна-Уитни (показан U-значением).

https://дои.org/10.1371/journal.pone.0113225.t001

Плазменный кортикостерон

Log-преобразованные уровни кортикостерона в плазме (рис. 4) в целом значительно различались между группами (F(4,44) = 6,144, p  = 0,001), где мыши, подвергшиеся FVP, имели значительно повышенные уровни кортикостерона в плазме в 16:00 по сравнению с контрольных мышей ( p  = 0,046) и в 18:00 по сравнению с мышами, подвергнутыми RSP ( p  = 0,001), и контрольными мышами ( p <0,001).001) (данные доступны на http://dx.doi.org/10.6084/m9.figshare.1138673).

Рис. 4. Уровни кортикостерона в плазме у мышей, подвергнутых флеботомии лицевых вен (FVP, N = 12), пункции ретробульбарных пазух (RSP, N = 12) и декапитации (контроль, N = 4 в соответствующие моменты времени).

Среднее значение ± стандартная ошибка среднего. Уровни кортикостерона в плазме мышей FVP были значительно повышены в 16:00 по сравнению с контрольными мышами (ANOVA, p  = 0,046) и в 18:00 по сравнению с мышами RSP (ANOVA, p  = 0.001) и контрольных мышей (ANOVA, p <0,001). Обратите также внимание на естественное увеличение концентрации циркулирующего кортикостерона в результате суточного ритма, как показано на контрольных мышах.

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0113225.g004

Патология

При макроскопическом вскрытии были обнаружены видимые гематомы подкожно в месте забора крови у мышей обеих групп. Как показано в таблице 2, между двумя группами не было обнаружено существенной разницы (H(1)  = 0.3260, р = 0,568) на количество видимых подкожных гематом. Однако у мышей FVP было достоверно больше гематом на правой щеке, чем на левой (H(1)  = 7,881, p < 0,01), в то время как у мышей RSP такой разницы не обнаружено (H(1)  = 0,161, p = 0,688). ).

При гистологическом исследовании у всех животных выявлены острые воспалительные изменения в месте венепункции и окружающих тканях (табл. 3). На щеках (рис. 5; A-I) мышей FVP (N = 12) было продемонстрировано острое воспаление с преобладанием инфильтрации полиморфноядерных (PMN) клеток в подкожной мышечной фасции, а также в жевательной мышце.На левой щеке восьми мышей и на правой щеке семи мышей были продемонстрированы очаги воспаления, окружающие волосы, которые, вероятно, были введены с помощью ланцета, и центральное ядро ​​​​клеточного детрита (рис. 5; E, G, H). Периневрит и воспаление надкостницы нижней челюсти, в первую очередь расположенные с медиальной стороны нижней челюсти, также могут быть продемонстрированы у некоторых мышей (рис. 5; D, F). В одном случае ПЯЛ были обнаружены в лептомининге (затылочная доля).

Рисунок 5. Патологические изменения в щеках и связанных с ними тканях.

Показаны примеры контрольных срезов (A-C) и срезов мышей, которым была проведена флеботомия лицевых вен (D-I). А) Дается обзор, показывающий височно-нижнечелюстной сустав, нижнюю челюсть и жевательную мышцу. Область, выделенная черным прямоугольником, показана с большим увеличением на B и C соответственно. Г) Обзор. E) Область, выделенная темно-синим прямоугольником на D, показана с большим увеличением, иллюстрируя место пункции после флеботомии лицевой вены. Обратите внимание на обширное кровоизлияние с центральным кровяным сгустком, отложением волос и диффузной инфильтрацией полиморфноядерных клеток.F) Область, выделенная голубым прямоугольником на D, показана с большим увеличением. Обратите внимание на диффузное воспаление мышцы, которое затрагивает медиальную сторону нижней челюсти и каудальный конец ассоциированного нерва (предварительно язычного нерва). G) Место прокола после флеботомии лицевой вены у другой мыши, показывающее путь прокола, созданный ланцетом, о чем свидетельствуют воспалительные клетки и волосы в жевательной мышце. H) Большее увеличение области, выделенной зеленым прямоугольником на G.Обратите внимание на тромб внутри сосуда (возможно, лицевую вену), отложение волос и обширную клеточную инфильтрацию. I) некроз мышечных клеток. Все срезы окрашивали гематоксилином и эозином. Полосы = 1000 мкм в A и D. Полосы = 500 мкм в B и G. Полосы = 100 мкм в E, F и H. Полосы = 50 мкм в C и I.

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0113225.g005

У мышей, взятых из ретроорбитального синуса (N = 12), ретроорбитальная инфильтрация ПЯЛ была выявлена ​​во всех случаях (рис. 6; A -1), а у семи мышей острая воспалительная реакция, сопровождающаяся отеком и кровоизлиянием, распространялась от ретробульбарной соединительной ткани и орбитальных мышц вокруг глаза через склеру до роговицы (рис. 6D).Эти изменения распространялись во всех случаях на мигательную перепонку, а у пяти мышей также на веки, у одной мыши эти структуры оценить не удалось, так как они не были включены в срез. Истирание склеры с одновременным изъязвлением наблюдалось у двух мышей (рис. 6D). Хардерова железа в 11 случаях слева и в 8 случаях справа была инфильтрирована воспалительными клетками. Во всех этих случаях железа демонстрировала изменения от легкой дегенерации и эктазии ацинусов до тяжелого некроза основных частей железы (рис. 6; G-I).На соответствующих контрольных срезах мышей в группе FVP воспаление и некроз гардериевой железы также можно было продемонстрировать у одной мыши. В противном случае ни одно из вышеописанных поражений не могло быть выявлено на контрольных срезах. Однако срезы правого глаза одной контрольной мыши не были обработаны должным образом и не могли быть оценены. Как и при флеботомии лицевых вен, воспалительные очаги, окружающие внедренные волосы, которые, вероятно, были введены с помощью капиллярной трубки, наблюдались в 5 случаях в левой орбите и в 4 случаях в тканях правой орбиты (рис. 6; E-F).

Рисунок 6. Патологические изменения орбит и связанных с ними структур.

Показаны примеры контрольных срезов (A-C) и срезов мышей, которые подверглись ретробульбарной пункции синуса (D-I). A) Дается обзор, показывающий веки, глаз и гардерову железу, а также решетчатые раковины носового хода. Роговица искусственно складчата. B) Большее увеличение области в черном ящике на A. Показана нормальная гистология хардериановой железы мыши.C) Большее увеличение области, обведенной зеленым прямоугольником на A, показывающей каудальную часть сегмента фоторецептора сетчатки и пигментированный эпителий, мигательную перепонку, гардерову железу и экстраорбитальную мышцу. Г) Обзор. Обратите внимание на утолщение роговицы из-за воспаления, ретробульбарного воспаления и отека, а также на некроз гардериевой железы. Обратите также внимание на воспалительные очаги, выделенные белой рамкой, которые окружают вросшие волосы. E) Большее увеличение области в белой рамке на D, показывающей диффузный отек и воспаление в ретробульбарной соединительной ткани, а также очаги воспаления с внедренными волосами.F) Тот же срез, что и на E, с поляризованным светом для идентификации кератина из встроенных волос. Ж) Обзор. H) Область, отмеченная синим прямоугольником на G, показана с большим увеличением. Обратите внимание на частичный некроз железы Хардера, очерченный четкой демаркационной линией, что предполагает ишемический некроз. I) Большее увеличение области, отмеченной голубым прямоугольником на G, показывает ретробульбарное воспаление как гардеровой железы, так и экстраорбитальной мышцы, а также некроз гардеровой железы.Все срезы окрашивали гематоксилином и эозином. Полосы = 1000 мкм в A и G. Полосы = 500 мкм в D. Полосы = 200 мкм в H и I. Полосы = 100 мкм в C, E и F. Полосы = 50 мкм в B.

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0113225.g006

Обсуждение

В ряде исследований изучалось влияние RSP на благополучие крыс [8], [10], [14], [32] и сравнивался этот метод с другими методами забора крови [6], [9], [ 13]. Однако только в ограниченном количестве публикаций описывается влияние ретробульбарного забора крови у мышей [12, 33], и только в одном исследовании этот метод сравнивается с венепункцией лицевой вены (иногда неправильно называемой поднижнечелюстной веной). 34].Иногда вместо лицевой вены используют поверхностную височную вену. Однако, по нашему мнению, это не рекомендуется из-за непосредственной близости внутреннего уха (рис. 1) и, следовательно, риска повреждения очень чувствительных структур.

Два экспериментатора, проводившие забор крови, имели большой опыт работы с одним из методов соответственно и, таким образом, отвечали за забор крови с помощью FVP или RSP. Эта процедура была выбрана для обеспечения того, чтобы только опытный и квалифицированный персонал брал соответствующие образцы крови, что сводит к минимуму любую травму, связанную с неточным выполнением методов.

Масса тела и потребление пищи являются хорошо проверенными чувствительными маркерами благополучия животных [1], [35], а потеря массы тела и снижение потребления пищи были продемонстрированы после стрессовых процедур на мышах в нескольких исследованиях [36]–[39]. В настоящем исследовании все мыши, у которых были взяты пробы крови, значительно потеряли в весе, и потеря массы тела была значительно больше у мышей, подвергшихся FVP, чем у мышей, подвергнутых RSP. Обе группы также потребляли меньше корма после забора крови по сравнению с доэкспериментальным уровнем.Хотя не было обнаружено различий в потреблении пищи или характере кормления между мышами, отобранными FVP и RSP после забора крови, у мышей, подвергшихся FVP, наблюдалась тенденция к более низкому потреблению пищи и меньшему размеру порции.

Ряд исследований показал, что процедуры забора крови, в зависимости от нескольких факторов, таких как используемый метод, а также опыт и навыки экспериментатора, будут влиять на уровень циркулирующих гормонов стресса посредством активации оси гипоталамус-гипофиз-надпочечники (ГГН). [33], [40]–[42] и симпатической нервной системы [4].Таким образом, по соображениям благополучия животных и для обеспечения минимального искажающего влияния на научный результат важно, чтобы метод отбора проб крови был минимально стрессовым. Кортикостерон, являющийся основным эффекторным гормоном оси HPA у грызунов [43]–[45], широко используется в качестве меры стресса [46]–[48]. В норме циркулирующие концентрации кортикостерона следуют суточному ритму, который у мышей достигает максимума ближе к вечеру на уровне 150–200 нг/мл, а затем снижается ночью [43], [47].Таким образом, уровень кортикостерона в плазме увеличился во всех группах с 16 до 18 часов, как и ожидалось. Однако это увеличение было значительно выше у мышей, подвергшихся FVP, чем у контрольных мышей и мышей, подвергнутых RSP, а уровни кортикостерона в плазме были значительно повышены у мышей, подвергшихся FVP в обе временные точки. Таким образом, забор крови из щеки мышей может стимулировать секрецию глюкокортикоидов в большей степени, чем из глаза. Поскольку всех мышей, независимо от группы, фиксировали одинаковым образом в отношении забора крови, стрессовая реакция, связанная с фиксацией, не может объяснить разницу в концентрациях кортикостерона в плазме между группами.Возможно, что венепункция лицевой вены может вызвать более сильную болевую реакцию, чем RSP, поскольку жевательная мышца, основная жевательная мышца у грызунов, очевидно, повреждается при заборе крови. Это может также объяснить большую потерю МТ у мышей, подвергшихся FVP, чем у мышей, подвергшихся RSP, но между группами не было обнаружено различий в потреблении пищи или характере питания. С другой стороны, кортикостерон также секретируется в ответ на кровопотерю [49], [50]. Пункция лицевой вены часто приводит к обширному кровотечению, которое трудно остановить.У некоторых мышей FVP кровотечение продолжалось в течение нескольких секунд после выхода из стазиса (ограничения). Кровотечения после РСП не наблюдалось.

Для оценки степени продолжающегося кровотечения мышей макроскопически оценивали на наличие подкожных гематом. Обе мыши, отобранные с помощью FVP и RSP, имели макроскопически видимые гематомы на щеках и вокруг глазницы соответственно. Сбор крови является инвазивным и неизбежно вызовет кровотечение и травму в месте забора крови. Поэтому в пункционном тракте и прилегающих тканях ожидалась некоторая степень кровоизлияния, что также было выявлено у крыс после РЧП [10].Тем не менее, у мышей, подвергшихся FVP, было больше подкожных гематом на правой щеке, чем на левой, что указывает на то, что гематомы могут быть вызваны по-разному между двумя сторонами из-за различий в подходе к двум сторонам по отношению к углу мыши. , при фиксации. Не было обнаружено никаких различий между сторонами макроскопически для мышей RSP, и не было обнаружено общей разницы в количестве подкожных гематом, считая стороны отдельно, между двумя группами. Таким образом, RSP, а также FVP вызывают видимые кровоизлияния в глазницы и щеки, соответственно.У мышей, подвергшихся ФВП, гематомы располагались диффузно в подкожной клетчатке. У мышей, подвергшихся RSP, кровоизлияние распространялось от пути пункции и располагалось вокруг орбиты после смерти. Хотя количественная оценка не проводилась, у мышей FVP кровоизлияние, по-видимому, затрагивало большую площадь.

Острые воспалительные поражения ожидались в обеих группах мышей, у которых был взят образец крови, в ответ на локальное повреждение тканей, вызванное проколами. Однако степень повреждения тканей, наблюдаемая в обеих экспериментальных группах, может свидетельствовать об ухудшении самочувствия.Постоянным результатом в обеих группах было отложение волосков вдоль канала в ткани, произведенное ланцетом или капиллярной трубкой, вызывающее фокальные воспалительные реакции. Поскольку эти срезы были получены через 24 часа после взятия образца, были продемонстрированы только острые воспалительные реакции. Однако волосы действуют как инородный материал, когда откладываются в тканях, что обычно приводит к хронической реакции на инородное тело [51], [52].

FVP приводил к тяжелому острому воспалению с преобладанием инфильтрации клеток PMN в подкожной мышечной фасции, а также в жевательных мышцах.Поскольку кожа, включая подкожную клетчатку, была удалена при макроскопическом вскрытии, эти структуры не могли быть оценены. Инфильтрация клеток распространилась глубоко в мышечную ткань, и во многих случаях путь прокола, созданный ланцетом, можно было идентифицировать по инфильтрации воспалительных клеток и отложившихся волос (рис. 6G). Кроме того, у нескольких мышей воспаление распространялось на медиальную сторону нижней челюсти, включая надкостницу. Другой частой находкой был периневрит нерва в непосредственной близости от медиальной стороны нижней челюсти, предположительно язычного нерва.

В одном случае была идентифицирована локальная острая воспалительная менингеальная реакция, и на контрольных срезах орбиты этой мыши также мог быть продемонстрирован некроз гардериевой железы. Это свидетельствует о том, что гематогенно переносимые материалы оседали в мелких сосудах, снабжающих ассоциированные ткани. Возможно, эпидермальные бактерии были занесены ланцетом и попали в кровь во время венепункции. Другим возможным объяснением является циркуляция микротромбов, образовавшихся в месте пункции, которые затем оседали в более мелких сосудах, вызывая ишемический некроз близлежащих структур, таких как гардерова железа.На некоторых срезах можно было идентифицировать тромбоз крупного сосуда в месте пункции, возможно, лицевой вены (рис. 5H). Это вызывает некоторую озабоченность по поводу использования метода FVP на мышах с ослабленным иммунитетом.

RSP вызвал одинаково серьезные травмы тканей орбиты и связанных с ней тканей. Воспаление в орбите, иногда распространяющееся на весь глаз, было продемонстрировано у нескольких мышей. В ряде случаев воспаление роговицы сопровождалось отеком, а в двух случаях наблюдалось стирание склеры, вероятно, вызванное входом капиллярной трубки.Воспаление и травма глаза могут впоследствии привести к дегенерации, неоваскуляризации и слепоте [53].

Взятие крови также повлияло на железу Хардера. Эта железа вырабатывает липиды и порфирин, и ее основной функцией является совместно с внутриглазничной слезной железой смазывание орбиты, мигательной перепонки и роговицы [54]. Кроме того, он также может выполнять функцию поддержания слезной пленки [53]. Поскольку гардерова железа расположена в непосредственной близости от венозного синуса, она подвержена риску травматизации [54].Неясно, был ли некроз травматически вызван капиллярной трубкой или ишемическими изменениями после разрыва кровоснабжения, или и тем, и другим. В некоторых случаях между нормальной и некротизированной тканью в железе Хардера может быть продемонстрирована резкая демаркационная линия (рис. 5H), что может свидетельствовать о том, что некроз, по крайней мере, частично был вызван ишемией.

Неизвестно, имеет ли патофизиологическое влияние потеря функции гардериевой железы, поскольку смазке орбиты способствует также слезная железа.Однако некроз гардериевой железы, вероятно, может вызвать значительные хронические изменения [12]. Поскольку RSP у мышей чаще всего является процедурой выживания, она потенциально может впоследствии повлиять на здоровье животных. Таким образом, оценка некроза гардериевой железы в долгосрочной перспективе после ретробульбарного забора крови требует дальнейшего изучения. Другие возможные осложнения, такие как нарушения орбитального кровоснабжения или хронические воспалительные реакции, например. из-за реакции инородного тела на волосы, одинаково важно исследовать.Сообщалось о слепоте и эндофтальме у крыс после RSP [7], [8]. Мыши, будучи меньше крыс, могут отреагировать более тяжелым повреждением тканей и могут быть более поражены, чем крысы, подвергшиеся аналогичным процедурам. Таким образом, необходимы дополнительные исследования хронизации тканевых изменений после ретробульбарного забора крови у мышей.

В заключение, флеботомия лицевых вен, по-видимому, вызывает более сильную реакцию на стресс и большую потерю массы тела, чем ретробульбарный забор крови у мышей. Однако патологоанатомические исследования выявили обширное повреждение тканей как после флеботомии лицевых вен, так и после ретроорбитальной пункции.Это исследование показывает, что рутинный забор крови оказывает значительное влияние на благополучие животных, что следует учитывать при получении образцов крови. Постоянное совершенствование методов отбора проб крови важно для улучшения благополучия животных и научного качества.

Благодарности

Авторы благодарят Кристин Педерсен, Хелле Порсдал, Трине Мари Алман Гладер, Ханне Хадберг и Пернилле Фро за практическую и техническую помощь.

Авторские взносы

Задумал и спроектировал эксперименты: АСТ АНМ БХ КГПА.Проведены эксперименты: АСТ. Проанализированы данные: АСТ ANM BR JH KSPA. Предоставленные реагенты/материалы/инструменты анализа: ACT ANM BH JH BR KSPA. Написал статью: ACT ANM BH JH BR KSPA.

Каталожные номера

  1. 1. Мартини Л., Лоренцини Р.Н., Чинотти С., Фини М., Джаварези Г. и др. (2000) Оценка уровней боли и стресса у животных, используемых в экспериментальных исследованиях. J Surg Res 88: 114–119.
  2. 2. van Herck H, Baumans V, De Boer SF (1994) Оценка дискомфорта у лабораторных животных.В: Коэн И.Р., Miller Aeditors. Модели аутоиммунных заболеваний. Академическая пресса. стр. 303–320.
  3. 3. Tsigos C, Chrousos GP (2002) Гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковая ось, нейроэндокринные факторы и стресс. J Psychosom Res 53: 865–871.
  4. 4. Гроузманн Э., Кавадас С., Гранд Д., Морател М., Обер Дж. Ф. и др. (2003) Методология отбора проб крови имеет решающее значение для точного измерения концентрации катехоламинов в плазме у мышей. Арка Пфлюгера — Eur J Physiol 447: 254–258.
  5. 5.Hui Y, Huang NH, Ebbert L, Bina H, Chiang A, et al. (2007) Сравнение фармакокинетики кровотечения из хвоста с методами канюли или ретроорбитального кровотечения у крыс с использованием шести имеющихся на рынке препаратов. J Pharmacol Toxicol Methods 56:256–264.
  6. 6. van Herck H, Baumans V, Brandt CJWM, Boere HAG, Hesp APM и др. (2001)Отбор проб крови из ретроорбитального сплетения, подкожной вены и хвостовой вены у крыс: сравнительное влияние на отдельные поведенческие и кровяные переменные. Лаборатория Аним 35: 131–139.
  7. 7. van Herck H, Baumans V, Stafleu FR, Beynen AC (1992) Основанный на вопроснике перечень метода орбитальной пункции в Нидерландах. Scand J Lab Anim Sci 19: 189–196.
  8. 8. van Herck H, Baumans V, Brandt CJWM, Hesp APM, Sturkenboom JH и др. (1998) Взятие проб крови из глазничного синуса у крыс, выполненное разными специалистами по животным: влияние техники и опыта. Лаборатория Аним 32: 377–386.
  9. 9. Шарма А., Фиш Б.Л., Молдер Дж.Е., Медхора М., Бейкер Дж.Е. и др.(2014)Безопасность и объем образца крови и качество усовершенствованной методики ретроорбитального кровотечения у крыс с использованием бокового доступа. Lab Anim (Нью-Йорк) 43: 63–66.
  10. 10. van Herck H, Baumans V, Vandercraats NR, Hesp APM, Meijer GW, et al. (1992) Гистологические изменения в орбитальной области крыс после орбитальной пункции. Лаборатория Аним 26: 53–58.
  11. 11. Диль К.Х., Халл Р., Мортон Д., Пфистер Р., Рабемампианина Ю. и др. (2001) Руководство по эффективной практике введения веществ и удаления крови, включая пути и объемы.J Appl Toxicol 21:15–23.
  12. 12. Heimann M, Kasermann HP, Pfister R, Roth DR, Burki K (2009)Сбор крови из подъязычной вены у мышей и хомяков: подходящая альтернатива ретробульбарной технике, которая обеспечивает большие объемы и минимизирует повреждение тканей. Лаборатория Аним 43: 255–260.
  13. 13. Мал А., Хейнинг П., Ульрих П., Якубовски Дж., Бобадилла М. и др. (2000) Сравнение параметров клинической патологии при двух разных методах забора крови у крыс: ретробульбарное сплетение и подъязычная вена.Лаборатория Аним 34: 351–361.
  14. 14. van Herck H, Baumans V, Boere HAG, Hesp APM, van Lith HA и др. (2000)Забор крови из глазничного синуса у крыс: влияние на отдельные поведенческие переменные. Лабораторная Анимация 34:10–19.
  15. 15. Форбс Н., Брайтон С., Гриндл С., Шеперд С., Тайлер Б. и др. (2010) Показатели заболеваемости и смертности, связанные с серийными кровотечениями из поверхностной височной вены у мышей. Lab Anim (Нью-Йорк) 39: 236–240.
  16. 16. Teilmann AC, Kalliokoski O, Sørensen DB, Hau J, Abelson KSP (2014) Ручной и автоматический забор крови: влияние повторного забора крови на параметры стресса и поведение самцов мышей NMRI.Лаборатория Аним 48: 278–291.
  17. 17. Бауманс В., Пеков К.А. (2011) Общие нехирургические методы и процедуры. В: Hau J, Schapiro SJeditors. Справочник по лабораторному животноводству; Том 1 — основные принципы и практика. КПР Пресс. стр. 401–446.
  18. 18. Cunliffe-Beamer TL (1983)Биометодология и хирургические методы. В: Foster HL, Small JD, Fox JGeditors. Мышь в биомедицинских исследованиях; Том III — Нормативная биология, иммунология и животноводство. Академическая пресса.стр. 401–437.
  19. 19. McGuill MW, Rowan AN (1989) Биологические эффекты кровопотери: последствия для объема и методов отбора проб. НОВОСТИ ИЛАР 31: 5–20.
  20. 20. Комитет по обновлению Руководства по уходу и использованию лабораторных животных (2011 г.) Руководство по уходу и использованию лабораторных животных. 8:1–220.
  21. 21. Рабочая группа FELASA по пересмотру рекомендаций по мониторингу здоровья грызунов и кроликов: Mähler M, Berard M, Feinstein R, Gallagher A, Illgen-Wilcke B и др. (2014) Рекомендации FELASA по мониторингу здоровья мышей, крыс, хомяков, колонии морских свинок и кроликов в племенных и экспериментальных подразделениях.Лаборатория Аним 48: 178–192.
  22. 22. Рассел В.М.С., Берч Р.Л. (1959) Принципы гуманной экспериментальной техники. Доступно: http://altwebjhsphedu/pubs/books/humane_exp/addendum.
  23. 23. Копп С., Фогель Э., Реттори М.С., Делагранж П., Гвардиола-Лемэтр Б. и др. (1998) Влияние изменения дневного цикла на двигательную активность у нескольких инбредных линий мышей. Физиол Бехав 63: 577–585.
  24. 24. Kiessling S, Eichele G, Oster H (2010)Глюкокортикоиды надпочечников играют ключевую роль в циркадной ресинхронизации в мышиной модели смены часовых поясов.J Clin Invest 120: 2600–2609.
  25. 25. Sapolsky RM, Romero LM, Munck AU (2000) Как глюкокортикоиды влияют на реакцию на стресс? Интеграция разрешающих, подавляющих, стимулирующих и подготовительных действий. Эндокр Откр. 21:55–89.
  26. 26. Vahl TP, Ulrich-Lai YM, Ostrander MM, Dolgas CM, Elfers EE, et al. (2005)Сравнительный анализ методов отбора проб АКТГ и кортикостерона у крыс. Am J Physiol Endocrinol Metab 289: E823–E828.
  27. 27. Гертнер К., Бюттнер Д., Дёлер К., Фридель Р., Линдена Дж. и др.(1980) Стрессовая реакция крыс на манипулирование и экспериментальные процедуры. Лаборатория Аним 14: 267–274.
  28. 28. Иваки Т. (2001) Цветной атлас секционной анатомии мыши. Брейнтри Научный.
  29. 29. Попеско П., Райтова В., Хорак Дж. (1990) Цветной атлас анатомии мелких лабораторных животных.
  30. 30. Бауманс В., Реми Р., Хакбарт Дж. Х., Тиммерман А. (2001) Экспериментальные процедуры. В: Принципы лабораторного зооведения. Эльзевир. стр. 313–333.
  31. 31. Андерсон Г., Бэнкрофт Дж. (2002)Обработка тканей и микротомия. В: Бэнкрофт Дж. Д., Гэмбл Медиторс. Теория и практика гистологических методов. Эльзевир. стр. 85–107.
  32. 32. Ван Херк Х., Бауманс В., Де Бур С.Ф., Ван Дер Гугтен Дж., Ван Вурком А.Б. и др. (1991) Реакция эндокринного стресса у крыс, подвергшихся однократной орбитальной пункции под анестезией диэтиловым эфиром. Лаборатория Аним 25: 325–329.
  33. 33. Voigt CC, Klöckner P, Touma C, Neuchl C, Brockmann G, et al.(2013)Гормональный стресс-реакция лабораторных мышей на обычные и минимально инвазивные методы кровотечения. Аним Благосостояние 22: 449–455.
  34. 34. Фернандес И., Пена А., Дель Тесо Н., Перес В., Родригес-Куэста Дж. (2010) Клинические биохимические параметры у мышей C57BL/6J после забора крови из поднижнечелюстной вены и ретроорбитального сплетения. J Am Assoc Lab Anim Sci 49: 202–206.
  35. 35. Кон Д.Ф., Мартин Т.Е., Фоли П.Л., Моррис Т.Х., Мошенничество М.М. и др. (2007) Руководство по оценке и лечению боли у грызунов и кроликов.J Am Assoc Lab Anim Sci 46: 97–108.
  36. 36. Тейлманн А.С., Якобсен К.Р., Каллиокоски А., Хансен А.К., Хау Дж. и соавт. (2012) Влияние автоматизированного отбора проб крови на уровни кортикостерона, массу тела и ежедневное потребление пищи у самцов мышей BALB/c с постоянным катетером. В естественных условиях 26: 577–582.
  37. 37. Goldkuhl R, Hau J, Abelson KSP (2010)Влияние добровольно принимаемого внутрь бупренорфина на уровень кортикостерона в плазме, массу тела, потребление воды и поведение у крыс с постоянным катетером.В естественных условиях 24: 131–135.
  38. 38. Якобсен К.Р., Каллиокоски О., Тейлманн А.С., Хау Дж., Абельсон К.С.П. (2012)Послеоперационное потребление пищи и воды, фекальные метаболиты кортикостерона и оценка поведения как неинвазивные меры боли у мышей BALB/c после вазэктомии. J Am Assoc Lab Anim Sci 51: 69–75.
  39. 39. Arras M, Rettich A, Seifert B, Kasermann HP, Rulicke T (2007) Следует ли анестезировать лабораторных мышей для биопсии хвоста? Лабораторная Анимация 41:30–45.
  40. 40. Abelson KSP, Adem B, Royo F, Carlsson HE, Hau J (2005) Высокие уровни кортикостерона в плазме сохраняются при частом автоматическом заборе крови у крыс.В естественных условиях 19: 815–819.
  41. 41. Balcombe JP, Barnard ND, Sandusky C (2004) Лабораторные процедуры вызывают стресс у животных. Contemp Top Lab Anim Sci 43:42–51.
  42. 42. Абатан О.И., Велч К.Б., Немзек Дж.А. (2008)Оценка пункции подкожной вены и модифицированного сбора крови из зажима хвоста у мышей. J Am Assoc Lab Anim Sci 47: 8–15.
  43. 43. Kannan Y (2004)Нейроэндокринно-иммунная сеть при стрессе. В: Hedrich H, Bullock Geditors. Справочник экспериментальных животных.Лабораторная мышь. Амстердам: Elsevier Academic Press. стр. 301–310.
  44. 44. Spackman DH, Riley V (1978)Концентрация кортикостерона у мышей. Наука 200:87.
  45. 45. Thanos PK, Cavigelli SA, Michaelides M, Olvet DM, Patel U, et al. (2009)Неинвазивный метод обнаружения реакции метаболического стресса у грызунов: характеристика и нарушение циркадного ритма кортикостерона. Физиологические рез. 58: 219–228.
  46. 46. Альтольц Л.И., Фаулер К.А., Бадура Л.Л., Ковач М.С. (2006)Сравнение стрессовой реакции у крыс на повторную анестезию изофлураном или CO2:O-2, используемую для сдерживания во время серийного сбора крови через яремную вену.Журнал Американской ассоциации лабораторных зоотехников 45:17–22.
  47. 47. Баррига С., Мартин М.И., Табла Р., Ортега Э., Родригес А.Б. (2000)Суточный ритм мелатонина, кортикостерона и фагоцитоза: влияние стресса. J Пинеальная Рез 180–187.
  48. 48. Black PH, Garbutt LD (2002)Стресс, воспаление и сердечно-сосудистые заболевания. J Psychosom Res 52: 1–23.
  49. 49. Бартон Р.Н., Пассингем Б.Дж. (1982)Ранняя реакция на кровоизлияние у крысы в ​​сознании — эффекты кортикостерона.Am J Physiol 243: R416–R423.
  50. 50. Тривикраман К.В., Плотский П.М. (1993)Отсутствие глюкокортикоидной отрицательной обратной связи при умеренном кровотечении у крыс в сознании. Am J Physiol 264: E497–E503.
  51. 51. Андерсон Дж. М., Родригес А., Чанг Д. Т. (2008) Реакция инородного тела на биоматериалы. Семин Иммунол 20: 86–100.
  52. 52. Requena L, Cerroni L, Kutzner H (2012) Гистопатологические закономерности, связанные с внешними агентами. Дерматол Клин 30:731–748.
  53. 53.Смит Р.С., Джон С.В.М., Нишина П.М. (2002) Задний сегмент и орбита. В: Smith RS, John SWM, Nishina PM, Sundberg JPeditors. Систематическая оценка глаза мыши; анатомия, патология и биометоды. КПР Пресс. стр. 25–44.
  54. 54. Treuting PM, Wong R, Tu DC, Phan I (2012) Особые чувства: глаз. В: Treuting PM, Dintzis SMeditors. Сравнительная анатомия и гистология — атлас мыши и человека. Эльзевир. стр. 395–418.

Сбор крови у грызунов

Общая информация

  • Допустимое количество и частота забора крови определяются объемом циркулирующей крови и скоростью обновления эритроцитов (эритроцитов).Чрезмерное кровообращение может привести к гиповолемическому шоку, физиологическому стрессу и даже смерти.
  • Заборы крови должны быть ограничены минимальным объемом в соответствии с потребностями исследования. Максимальные объемы крови следует брать только у здоровых животных.
  • Персонал, выполняющий процедуры сбора крови, ДОЛЖЕН пройти соответствующую подготовку и иметь опыт работы с используемыми методами. Если у вас нет опыта в технике взятия крови и вам нужно обучение, ULAR может предоставить обучение — посетите веб-сайт ULAR и выберите «Обучение» для получения дополнительной информации и ссылок на онлайн-учебники.

Полис

Максимальное количество крови, которое может быть взято у грызуна в любой 2-недельный период, не должно превышать 1% от массы тела животного. Например, для мыши весом 25 грамм максимально допустимый объем крови не может превышать 0,25 грамма или 0,25 мл.

Если максимальное количество (1% массы тела в крови, как определено выше) должно быть взято за один раз или путем нескольких заборов в течение 24 часов, следует вводить замещающие жидкости (стерильный 0,9% физиологический раствор или раствор Рингера с лактатом). .Рекомендуемый объем/количество замещения жидкости эквивалентно объему взятой крови.

Обескровливание:   При обескровливании можно собрать примерно половину общего объема крови. Общий объем крови (TBV) мыши составляет примерно 8% от массы тела или 80 мкл/г. Общий объем крови крысы составляет примерно 6% массы тела или 60 мкл/г.


Рекомендуемые методы и общие принципы сбора крови у мышей:

Пункт сбора

Примечания

Ретроорбитальный синус  

  • Процедура забора крови для выживания
  • Рекомендуется общая анестезия, но она может быть проведена под местной анестезией хорошо подготовленными лицами с одобрением IACUC.
  •  Подождите 10 дней перед повторной выборкой с той же орбиты
  • Обеспечить адекватный гемостаз после процедуры

Боковая хвостовая вена

  • Процедура сбора крови для выживания
  • Согревание хвоста (тепловой лампой или теплыми компрессами) увеличивает доступный объем крови
  • Анестезия не требуется

Отбор проб подкожной железы (медиальный или латеральный доступ)

  • Процедура сбора крови для выживания
  • Нанесение вазелина на пораженный участок может способствовать образованию гранул крови для увеличения общего захваченного объема
  • Анестезия не требуется

Подчелюстной отбор проб

  • Процедура сбора крови для выживания
  • Используйте иглу или ланцет (4 мм) калибра 20 или меньше для контроля объема образца
  • Анестезия не требуется

Отбор проб вентральной/дорсальной артерии

  • Процедура сбора крови для выживания
  • Обеспечить адекватный гемостаз после процедуры
  • Анестезия не требуется

Пункция сердца  

  • Процедура невыживания
  • Требуется глубокая анестезия

 

Рекомендуемые методы и общие рекомендации по сбору крови у крыс:

Пункт сбора

Примечания

Все методы

  • Общая анестезия требуется для большинства методов взятия крови у крыс, чтобы предотвратить стресс у животных, связанный с иммобилизацией, и обеспечить точность процедуры
  • Держите анестезированных животных в тепле во время процедуры.

Латеральная хвостовая вена или вентральная хвостовая артерия

  • Процедура сбора крови для выживания
  • Согревание хвоста (тепловой лампой или теплыми компрессами) увеличивает доступный объем крови
  •  
  • Может выполняться на неанестезированном животном, если оно правильно зафиксировано.

 

Отсечение хвоста

  • Процедура сбора крови для выживания
  • Может использоваться для сбора небольшого количества крови.
  • Используйте стерильные ножницы

 

Ретроорбитальное сплетение

  • Процедура забора крови для выживания
  • Более сложная процедура у крыс, чем у мышей
  • Рекомендуется местный офтальмологический анальгетик в дополнение к ингаляционной анестезии
  • Разрешить 10 дней до повторной выборки с той же орбиты
  • Обеспечить адекватный гемостаз после процедуры

Взятие проб яремной вены

  • Процедура сбора крови для выживания
  • Обычно дает образец высокого качества
  • Требуется анестезия
  • Сбрить шерсть с места, где будет собираться кровь
  • Нанесение вазелина на пораженный участок может способствовать образованию гранул крови, увеличивая общий захваченный объем

 

Латеральная или медиальная подкожная вена

  • Процедура сбора крови для выживания
  • Анестезия не требуется, но второй человек должен вручную удерживать бодрствующее животное
  • Сбрить шерсть с места, где будет собираться кровь
  • Нанесение вазелина на пораженный участок может способствовать образованию гранул крови, увеличивая общий захваченный объем

Тыльная плюсневая вена

  • Процедура сбора крови для выживания
  • Удалить шерсть с участка и обработать спиртом.Нанесение вазелина на это место может способствовать образованию капель крови, увеличивая общий захваченный объем 90 168

Пункция сердца

  • Процедура невыживания
  • Требуется глубокая анестезия
  • Усыпить крысу после того, как будет собрано необходимое количество крови

 

Ссылки и дополнительные указания:

Сравнение забора крови из ретроорбитального сплетения мышей и лицевой вены для смягчения этических проблем животных | Лабораторные исследования на животных

Экспериментальные животные

Самки мышей ICR соответствующего возраста (6-недельный возраст, n  = 72) были приобретены у Koatech Inc.(Пхёнтхэк, Кёнгидо, Корея). Мышей содержали в Центре экспериментальных животных в Колледже ветеринарной медицины (Университет Конкук, Сеул, Корея) в условиях, свободных от специфических патогенов (SPF), при постоянном 12-часовом строгом цикле темно-световой, 22 ±2 °C при комнатной температуре и 50 ± 10% относительной влажности. Через неделю акклиматизации мышей разделили на два метода сбора крови (RP и FV, n  = 6/метод сбора) у каждого исследователя. Протокол эксперимента был одобрен в соответствии с этическими принципами Институционального комитета по уходу и использованию животных Университета Конкук, одобрение №КУ18190.

Исследователи

Руководства были проанализированы как опытными, так и начинающими исследователями, при этом данные каждой исследовательской группы хранились отдельно. Опытные исследователи имели опыт экспериментов на животных и ранее проводили забор крови как для RP, так и для FV. Начинающими исследователями были аспиранты, которые посещали занятия на лабораторных животных, но не имели опыта экспериментов на животных. Методы забора крови RP и FV выполнялись тремя исследователями на группу.

Анестезия

Жидкий изофлюран (Ифран, Hana Pharm Co., Ltd., Корея) наносили на камеру для анестезии с кислородом, помещенным в сертифицированный вытяжной шкаф. Этот метод использовался только для забора крови RP, и кровь была собрана после подтверждения мышечной релаксации и стабильного дыхания.

Сбор крови

Мышей взвешивали перед каждым сбором. Забор крови для РФП проводили под анестезией путем введения микрогематокритной капиллярной трубки (HCH-42A2502, KIMBLE CHASE, США) в венозный синус позади глазного яблока и оказания давления для проникновения в синус.Сбор крови для FV выполняли путем прокалывания одноразового ланцета для крови животного (GR 4MM, MEDIpoint Inc., США) в верхнюю заднюю сторону поднижнечелюстной кости, где собираются вены. Кровь собирали в пробирку для сбора (365992, BD Microtainer BD bioscience, США). Время сбора фиксировалось от времени анестезии (30 с) до извлечения 0,4 мл.

ELISA для кортикостерона

Набор ELISA (ADI-900-097, Enzo Life Sciences Inc., США) использовали для измерения концентрации кортикостерона в соответствии с инструкциями производителя.Все образцы были проанализированы в трехкратной повторности. В каждый образец вводили щелочную фосфатазу, конъюгированную с кортикостероном. Затем к кортикостерону присоединяли мышиное моноклональное антитело и образец инкубировали при комнатной температуре в течение 2 часов. Образцы промывали три раза и в каждую лунку добавляли п-нитрофенилфосфат. Через 1 час добавляли тринатрийфосфат и планшет считывали при оптимальной абсорбции 405 нм с помощью микропланшет-ридера (SpectraMAX 190, Molecular Devices, США).

Гематологический анализ

Для каждой группы 0.1 мл цельной крови хранили отдельно в пробирке для сбора крови (BD Bioscience). Пробирки переворачивали для немедленного перемешивания крови во избежание образования сгустков и скоплений тромбоцитов. Клинические патологические параметры измеряли с помощью полностью автоматического гематологического анализатора (BC-2800Vet, Mindray, Китай).

Выделение клеток и проточная цитометрия

Селезенки измельчали ​​и фильтровали с помощью клеточного фильтра 100 мкм (352360, BD Bioscience, США) в RPMI 1640, содержащем 10% FBS. Клетки селезенки инкубировали на льду в течение 30 минут с оптимальными концентрациями анти-мышиного CD16/CD32 (клон 2.4G2, BD Bioscience, США), антитела, конъюгированные с флуорохромом, против мышиного Gr-1 (клон RB6-8C5, eBioscience, США), против мышиного TER119 (клон TER119, eBioscience, США), против мышиного CD11b (клон M1 /70, eBioscience, США), антимышиный CD11c (клон N418, eBioscience, США), антимышиный B220 (клон RA3-6B2, eBioscience, США), антимышиный CD4 (клон GK1.5, eBioscience, США) , антитела против мышиного CD8 (клон 53–6.7, eBioscience, США). Мертвые клетки исключали с помощью 7AAD (559925, BD bioscience, США). Образцы были получены с помощью LSRFortessa (BD Bioscience, США) и проанализированы с помощью FlowJo (BD Bioscience, США).

Гистологическая оценка

Головы мышей RP, у которых собирали кровь RP, собирали, фиксировали в 10% нейтральном забуференном формалине и заливали в парафин. Закладные ткани головы были срезаны в коронарной плоскости толщиной 3 мкм. Затем срезы окрашивали гематоксилином и эозином. Слайды наблюдали с помощью оптического микроскопа (DM5000B, Leica, Германия).

Статистический анализ

Все экспериментальные результаты были выражены как среднее ± стандартное отклонение.Данные анализировали с использованием параметрического двухстороннего дисперсионного анализа или двустороннего непарного t-критерия Стьюдента. Считалось, что значение P < 0,05 указывает на статистическую значимость. Графики строили с помощью программы Prism 8.0 (GraphPad, США).

Клинические практические рекомендации: Периорбитальный и орбитальный целлюлит

См. также

лихорадящий ребенок
Сепсис
Местные рекомендации по противомикробным препаратам

Ключевые точки

  1. Орбитальный целлюлит является неотложным состоянием с серьезными осложнениями, включая внутричерепную инфекцию, тромбоз кавернозного синуса и потерю зрения
  2. Срочная визуализация и хирургическая консультация (ЛОР и офтальмология) должны рассматриваться для любого ребенка с подозрением на орбитальный целлюлит
  3. Периорбитальный целлюлит у здорового ребенка часто можно лечить пероральными антибиотиками, если обеспечено последующее наблюдение

Фон

  • Периорбитальный и орбитальный целлюлит представляют собой разные клинические заболевания, хотя клинические признаки их частично совпадают, и поэтому их трудно дифференцировать
  • Орбитальный целлюлит:
    • инфекция внутри орбиты (т. структуры позади глазничной перегородки)
    • неотложная хирургическая помощь с серьезными осложнениями включая потерю зрения, образование абсцесса, тромбоз венозного синуса и расширение до внутричерепной инфекции с субдуральной эмпиемой и менингитом
    • большинство (>80%) случаев связаны с местными болезнь синуса
  • Периорбитальный целлюлит:
    • инфекция век и окружающей кожи не вовлекая глазницу (т.е. пресептальная , структуры переднего отдела в глазничную перегородку)
  • Глазное яблоко не вовлечено ни в одну из инфекций

Оценка

Красные элементы красного флага

Типичная картина периорбитального/орбитального целлюлита

  • Односторонний отек век и эритема
  • Односторонняя боль или болезненность в глазах

Рассмотрите возможность заражения гонореей и Chlamydia у новорожденных (отправьте мазки для ПЦР) см. Острый красный глаз

Красные флажки, касающиеся орбитальных целлюлит

  • Болезненные или ограничительные движения глаз
  • Визуальные нарушения:
    • Уменьшение Острота
    • Относительный афферентный дефект
    • Diplopia
    • Проптоз
    • Существенная головная боль или другие особенности внутричерепного участия

    Дифференциальный диагноз

    Двусторонние признаки и/или безболезненный (или безболезненный) отек у хорошо выглядящего ребенка, скорее всего, являются аллергической реакцией


    Менеджмент

    Рекомендации по противомикробным препаратам могут различаться в зависимости от местных моделей чувствительности к противомикробным препаратам; см. местные правила ; они могут включать рекомендации относительно внебольничного MRSA

    Орбитальный целлюлит
    • Госпитализация
    • Не принимать пищу до выяснения необходимости в хирургическом вмешательстве
    • Срочно обратиться за консультацией к отоларингологу и офтальмологу
    • Рассмотреть срочную КТ с контрастным усилением орбит, придаточных пазух носа +/- головного мозга
    • Исследования:
        Lucbar Punture 9016 FBE и посев крови (ЛП) противопоказана из-за риска повышения внутричерепного давления (ВЧД) вследствие возможного внутричерепного расширения
    • Антибиотики (см. ниже)
    • Лечение основного заболевания носовых пазух, например назальные деконгестанты, стероиды (часто под контролем ЛОР)

    Периорбитальный целлюлит
    Тяжелая

    Стационарные исследования и лечение орбитального целлюлита

    Умеренный

    Стационарное ведение или рассмотрение вопроса о госпитализации на дому (HITH), если это возможно на месте

    • Рассмотрите посев крови при лихорадке и плохом самочувствии
    • Антибиотики (см. ниже)
    • После улучшения смените на пероральные антибиотики
    • Если улучшение или ухудшение состояния не наступит в течение 24–48 часов, рассмотрите возможность лечения тяжелого периорбитального целлюлита

  • 5 Легкая форма

    • Антибиотики (см. ниже)
    • Обзор

    Резюме лечения антибиотиками
    Внутривенная терапия Пероральная терапия Общая продолжительность

    Орбитальный

    целлюлит

        

    3 поколение цефалоспоринов

    • Цефотаксим 50 мг/кг (максимум 2 г) в/в каждые 6 часов ИЛИ
    • Цефтриаксон 50 мг/кг (максимум 2 г) в/в ежедневно

    PLUS

    Флуклоксациллин 50 мг/кг (макс. 2 г) внутривенно каждые 6 часов ИЛИ

    При подозрении на MRSA: ванкомицин (дозировку см. по ссылке)

    Продолжительность в зависимости от клинической тяжести и улучшения.Обычно по крайней мере 3-4 дня, затем переходят на пероральный прием.

    Амоксициллин с клавулановой кислотой (дозы в пересчете на амоксициллиновый компонент) 22,5 мг/кг (макс. 875 мг) перорально два раза в день
     
    10–14 дней

    Тяжелая периорбитальная флегмона

    Умеренная периорбитальная флегмона 909 9054

    Флуклоксациллин 50 мг/кг (максимум 2 г) внутривенно каждые 6 часов

    ИЛИ

    Цефтриаксон 50 мг/кг (максимум 2 г) в/в ежедневно (рассмотрите вариант HITH)

    ИЛИ

    При подозрении на MRSA:

    Продолжительность в зависимости от клинической тяжести и улучшения.Обычно 1-2 дня, затем переключиться на устную.

    При улучшении состояния перейти на пероральные антибиотики в соответствии с легким периорбитальным целлюлитом 7–10 дней

    Периорбитальный целлюлит легкой степени

    Неприменимо
    • Цефалексин 33 мг/кг (макс. 1 г) перорально тдс
      3 месяца – 2 года: 10 мг/кг (макс. 125 г) перорально два раза в день
    7-10 дней


    Учитывать консультация с местной педиатрической бригадой по телефону
    • Подозрение на орбитальный целлюлит
    • Умеренно-тяжелый периорбитальный целлюлит присутствует
    • Отсутствие улучшения или ухудшение после 24–48 часов терапии

    Учитывать перевод когда
    • Наличие тяжелого периорбитального целлюлита или орбитального целлюлита
    • Подозрение на внутричерепное поражение с измененным состоянием сознания, судорогами или очаговыми неврологическими симптомами
    • Ребенку требуется помощь выше уровня комфорта местной больницы

    Для неотложной помощи и педиатрического или неонатального отделения интенсивной терапии переводы, см. Услуги

    Учитывать разряд, когда

    Легкий периорбитальный целлюлит:

    • назначен пероральный курс антибиотиков
    • последующее наблюдение гарантировано

    Умеренный периорбитальный целлюлит:

    • после 24–48 часов внутривенного введения антибиотиков и с улучшением состояния
    • способность переносить пероральные антибиотики
    • последующее наблюдение гарантировано

    Последнее обновление декабрь 2021 г.

    Сбор крови у лабораторных животных

    Пределы сбора крови

    Комитет по исследованию животных (ARC) ограничивает сбор крови для выживания до 1.25% (1,25 мл/100 г) от текущей массы тела животного. Частота забора крови зависит от собранного объема. Если собирается максимальный объем, как указано выше, кровь можно брать раз в две недели, или при многократном взятии крови максимальное количество можно собирать в течение двухнедельного периода. ARC может потребовать мониторинга анемии (с использованием таких анализов, как гематокрит и/или уровень белка в сыворотке), когда необходимы более частые сборы или сбор больших объемов. Минимальное количество крови, которое позволит провести успешный эксперимент, должно быть собрано в любое время.

    Общие процедуры

    Ампутация пальцев для сбора крови не допускается и несовместима с гуманным уходом и использованием лабораторных животных. Запросы на использование альтернативных методов сбора крови, включая пересечение сосудов или отсечение хвоста, могут быть рассмотрены после консультации с ветеринаром DLAM. Альтернативный метод должен быть одобрен ветеринаром DLAM и одобрен протоколом ARC.

    Сбор крови для выживания можно проводить без общей анестезии, если используются периферические кровеносные сосуды (см. Таблицу 1).

    Обескровливание без выживания требует введения летальных доз пентобарбитала (или другого инъекционного анестетика) или воздействия вдыхаемого анестетика или двуокиси углерода (CO 2 ). Забор выжившей крови из сердца не допускается без научного обоснования и должен проводиться под общей анестезией.

    Процедуры от грызунов

    См. Таблицу 1.

    Забор ретроорбитальной крови должен проводиться под общей анестезией с последующим введением глазной мази с антибиотиком в оба глаза для предотвращения высыхания и инфицирования; однако при использовании краткосрочного анестетика, такого как изофлуран, применение глазной мази с антибиотиком необходимо только для пораженного глаза.Лица, выполняющие ретроорбитальный сбор крови, должны быть соответствующим образом обучены из-за возможности серьезных осложнений.

    ARC не рекомендует ретроорбитальный сбор крови у грызунов для серийного отбора проб (т. е. повторные заборы крови в течение нескольких минут или часов), если это не имеет научного обоснования. Как правило, необходимо обеспечить достаточное время (рекомендуется 2 недели) для заживления глаза, прежде чем его повторно использовать для забора крови, поскольку эта процедура связана с гистопатологическими и клиническими изменениями в тканях орбиты, включая кровоизлияние, воспаление и инфекция.

    В качестве альтернативы ретроорбитальной пункции ARC рекомендует использовать для сбора крови латеральную подкожную вену, расположенную на задней конечности. Этот метод может быть выполнен на животных в сознании и требует стрижки шерсти в области вокруг вены и смазывания 70% спиртом перед проколом. [2]  Разрешается повторный сбор образцов при условии, что объем не превышает 1,25% (1,25 мл/100 г) от текущей массы тела животного каждые две недели.

    Обучение

    Отдел медицины лабораторных животных (DLAM) предлагает бесплатное обучение сбору крови у различных лабораторных животных.Кроме того, DLAM предоставляет следователям услуги по сбору крови за символическую плату. Чтобы получить более подробную информацию об обучении сбору крови, свяжитесь с персоналом по обучению DLAM. Чтобы получить платный сбор крови техническими специалистами DLAM, свяжитесь со службой технической поддержки DLAM.

    Таблица 1. Рекомендуемые места взятия крови у лабораторных животных

    Ниже приведены рекомендуемые места сбора крови видов, обычно используемых в Калифорнийском университете в Лос-Анджелесе. Для видов, не включенных в эту таблицу, или для альтернативных методов сбора крови, пожалуйста, свяжитесь с ветеринаром DLAM для консультации.

    Виды Рекомендуемое место для сбора крови
    Мышь Хвостовая вена или артерия, латеральная подкожная вена, ретроорбитальный синус**, сердцевина*.
    Крыса Хвостовая вена или артерия, подкожная вена, ретроорбитальное сплетение**, латеральная подкожная вена, сердечная*.
    Кролик Краевая ушная вена (небольшое количество), ушная артерия (большее количество), сердечная*.
    Морская свинка Ушная вена, подкожная вена, передняя полая вена**, сердечная*.
    Кат. № Головная вена, бедренная вена, яремная вена, возвратная плюсневая вена, сердечная*.
    Собака Головная вена, бедренная вена, яремная вена, возвратная плюсневая вена, сердечная*.
    Свинья Ушная вена, яремная вена, передняя полая вена**.
    НХП Головная вена, подкожная вена, бедренная вена, яремная вена.
    Птица Локтевая (плечевая) вена, правая яремная вена, медиальная плюсневая вена, сердечная*.
    Шиншилла Головная вена, бедренная вена.

    * Сердечная пункция должна выполняться только у животных под наркозом и рекомендуется только в качестве терминальной процедуры.

    ** Эти методы должны выполняться только на анестезированных животных. Если анестезия не является альтернативой, процедура должна быть научно обоснована и одобрена ARC.

    Ссылки

    1. Van Herck, H. et al. Гистологические изменения в орбитальной области крыс после орбитальной пункции. Лабораторные животные (1991b) 26: 53-58.
    2. Хем, А.; Смит, Эй Джей; Сольберг П. Пункция подкожной вены для забора крови у мышей, крыс, хомяков, песчанок, морских свинок, хорьков и норок. Лабораторные животные (1998) 32:364-368.
    3. Таппа, Б., Амао, Х., Такахаши, К.В. Простой метод внутривенной инъекции и забора крови у шиншиллы (Chinchilla laniger).Лаборатория Аним 1989 (23): 73-75.
    4. К. Терренс Хоук, Стивен Лири, Тимоти Моррис. Формуляр для лабораторных животных. Издательство Blackwell Publishing, Ames, IA (2005), стр. 155-156.

    Утверждено 8/89; Пересмотрено 28.04.03, 22.03.04, 26.07.04, 03.08.05, 23.10.06, 14.06.10, 22.02.13; Обновлено 16.12.15

    Трансорбитальная пункция для лечения артериовенозных свищей твердой мозговой оболочки кавернозного синуса

    Резюме

    Резюме: с использованием чрескожной трансорбитальной техники прямой канюляции кавернозного синуса.Иглу для сосудистого доступа и катетер чрескожно продвигают вдоль нижнелатеральной стороны орбиты для доступа к кавернозному синусу через верхнюю глазничную щель. Безопасная и эффективная эмболизация достигается без необходимости хирургического вмешательства.

    Каротидно-кавернозные фистулы (ККФ) представляют собой артериовенозные шунты, которые питаются от наружной сонной артерии, внутренней сонной артерии (ВСА) или обеих и дренируются через кавернозный синус и его притоки. Хирургическое лечение артериовенозных фистул кавернозного синуса твердой мозговой оболочки (ДАФ) технически сложно и сопряжено со значительными осложнениями. 1,2 Таким образом, эндоваскулярная эмболизация через трансвенозный доступ стала основой лечения. 3 Описаны многочисленные трансвенозные доступы, причем большинство практикующих врачей предпочитают трансфеморальный доступ. 4 Однако, когда вены не проходимы трансфеморальным путем, многие выступают за хирургическое обнажение верхней глазной вены с последующей прямой катетеризацией обнаженной вены. 4

    Альтернативным подходом к эндоваскулярному лечению является прямая трансорбитальная пункция кавернозного синуса или непрямая через нижнюю глазничную вену (IOV).Нам известен только один отчет в литературе, описывающий подход IOV. 5 Целью данного отчета является описание успешной эмболизации ряда пациентов с CCF с использованием прямой пункции трансорбитального кавернозного синуса или IOV для лечения свищей. Мы обнаружили, что этот подход безопасен и технически прост, а также представляет собой полезную альтернативу другим трансвенозным маршрутам.

    Пациенты и методы

    Это исследование было одобрено Институциональным наблюдательным советом Фонда Мэйо.У восьми пациентов, поступивших в период с 2002 по 2006 год, были диагностированы CCF, требующие эндоваскулярной эмболизации. В каждом случае пациент давал согласие на ангиографию с целью лечения CCF. Используя стерильную технику, мы получили доступ к общей бедренной артерии и установили интродьюсер 5F. Затем в соответствующую сонную артерию вводили вертебральный ангиографический катетер 5F для исходной артериальной цифровой субтракционной ангиографии (DSA). После визуализации артериальной и венозной анатомии CCF был получен трансфеморальный венозный доступ с целью лечения через нижний каменистый синус.У каждого пациента трансфеморальный венозный доступ был невозможен, и был реализован доступ путем прямой трансорбитальной пункции.

    У пациента под общей анестезией область глаза препарировали стерильным способом. Используя непрерывную дорожную карту и рентгеноскопический контроль после введения катетера в сонную артерию, мы поместили 6-дюймовый радиальный артериальный катетер 18 калибра в орбиту, нижнелатеральнее глазного яблока. Доступ осуществлялся путем прямой пункции иглы с постепенным продвижением вдоль нижнего края орбиты (рис. 1).При косой проекции для переднезадней рентгеноскопической трубки верхняя глазничная щель (ВГД) легко отделялась от зрительного канала. Во время продвижения иглы по дну орбиты важно избегать попадания в зрительный канал, так как вводится SOF, чтобы предотвратить повреждение зрительного нерва. По мере приближения иглы к SOF при двухплоскостной рентгеноскопии часто удаляли внутренний стилет после того, как игла продвигалась с шагом 1 мм. После обнаружения артериализованного кровотока выполняли венографию.

    Рис. 1.

    Иллюстрация прямого чрескожного доступа к кавернозному синусу через нижнюю глазничную вену.

    Используя коаксиальную технику, мы провели микрокатетер по проводнику в кавернозный синус. Затем была выполнена спиральная эмболизация. Свищ был плотно закупорен до тех пор, пока не было отмечено прекращение свищевого потока, и состояние свищевого потока легко контролировалось с помощью уже установленного артериального катетера. Затем удаляли трансорбитальный катетер и трансфеморальный катетер.

    Результаты

    В общей сложности 8 пациентам была успешно проведена эмболизация их CCF с использованием прямого трансорбитального кавернозного синуса или доступа IOV. У каждого пациента была достигнута облитерация CCF с помощью одной процедуры, подтвержденной постпроцедурной ангиограммой. У 1 пациента произошло транзиторное снижение остроты зрения в глазу, ипсилатеральном от пункции. Зрение пациента заметно улучшилось в течение 48 часов и было полностью нормальным при последующем посещении через 9 месяцев.Других перипроцедурных осложнений не было. Репрезентативный пациент с сопутствующими изображениями описан в следующем абзаце.

    Эта пациентка, 81-летняя женщина, ранее имевшая отличное здоровье, проснулась с тошнотой, головокружением и экзофтальмом левого глаза с периорбитальным отеком. Первоначально ее зрение не изменилось. В последующие дни ее острота зрения ухудшилась до 20/400 с потерей центрального зрения и неспособностью различать цвета. У нее также был отмечен афферентный дефект зрачка.Осмотр ее правого глаза дал нормальные параметры, и она отрицала другие неврологические симптомы.

    Церебральная ангиограмма была получена с использованием методов, описанных ранее. У больного отмечалась непрямая ХКФ в области левого кавернозного синуса, питавшаяся исключительно ветвями левой ВСА в области менинго-гипофизарного ствола (рис. 2). Венозный отток осуществлялся через дорсальный карман по заднелатеральной стороне горизонтального сегмента левой кавернозной сонной артерии.Отмечается медленный венозный отток кпереди через нижнюю глазничную вену. Других венозных оттоков не наблюдалось. Трансфеморальный доступ не увенчался успехом из-за плохой визуализации и/или окклюзии нижних каменистых синусов. Остальные данные на ангиограмме были ничем не примечательны.

    Рис. 2.

    A , Ангиограмма левой общей сонной артерии в боковой проекции выявляет CCF. B , Трансорбитальная косая проекция позволяет визуализировать SOF и канал зрительного нерва. C , Венограмма кавернозного синуса после прямой трансорбитальной пункции через нижнюю орбиту показана в боковой проекции. D , Постпроцедурная ангиограмма показывает успешную эмболизацию CCF.

    После успешной эмболизации CCF (рис. 2) острота зрения пациента улучшилась до 20/50 через 6 недель после процедуры. Немедленных или отсроченных осложнений после процедуры эмболизации не было. Экзофтальм и периорбитальный отек исчезли, и к ней вернулась полная подвижность глаза.

    Обсуждение

    Трансвенозная эмболизация стала методом выбора при ДАВФ кавернозного синуса. 6,7 Альтернативными или дополнительными стратегиями лечения являются трансартериальная эмболизация, комбинированный хирургический и эндоваскулярный доступ и хирургическое обнажение верхней глазной вены или кавернозного синуса для выполнения прямой эмболизации. Гамма-нож сам по себе или в качестве дополнения к эмболизации частицами также является проверенным вариантом терапии. 8 DAVF кавернозного синуса редко опасны для жизни и обычно имеют вялотекущее течение, низкую заболеваемость и высокую частоту спонтанной регрессии 3 ; следовательно, первоначальная консервативная стратегия может быть уместной.У тех пациентов, у которых происходит быстрое ухудшение глазных симптомов и/или коркового венозного оттока, оправдана срочная интервенционная терапия.

    Трансфеморальный венозный доступ был и остается наиболее распространенным и, возможно, самым безопасным методом доступа. 4 Когда трансфеморальный венозный доступ невозможен, жизнеспособной альтернативой является метод трансорбитальной прямой пункции. Венозный отток от орбиты осуществляется через верхнюю и нижнюю глазничные вены, впадающие в кавернозный синус.Большинство анатомических отчетов поддерживают представление о том, что основным и постоянным дренирующим сосудом орбиты является верхняя глазная вена, которая сходится с IOV, образуя общее венозное слияние перед входом в кавернозный синус. 9,10 Нижняя глазная вена часто сопровождается другими тонкими венами, которые в большинстве случаев впадают в венозное слияние. На самом деле, IOV может быть не одиночным, а скорее сплетением сосудов, которые дренируют нижние отделы орбиты. 9

    Мы сообщаем о серии из 8 пациентов, у которых нам удалось эмболизировать НАВФ кавернозного синуса с помощью чрескожного трансорбитального доступа.Этот доступ представляет собой безопасную и эффективную альтернативу трансфеморальному доступу, особенно в условиях выраженного переднего дренажа с вовлечением глазных вен. В каждом случае у наших пациентов наблюдалось облегчение симптомов без процедурных осложнений. Этот метод обеспечивает анатомически прямой путь к кавернозному синусу и, согласно нашему ограниченному опыту использования этого доступа, делает это без значительного дополнительного риска для пациента. Кроме того, прямая чрескожная трансорбитальная канюляция кавернозного синуса может быть безопасно выполнена без хирургического вмешательства.

    Потенциальные риски этой процедуры включают орбитальное кровоизлияние, повреждение нерва, разрыв внутренней сонной артерии, приводящий к прямой CCF, прокол глазного яблока и инфекцию. Из-за этих потенциальных рисков трансфеморально-трансвенозный доступ по-прежнему является предпочтительным методом лечения ДАВФ кавернозного синуса.

    Выводы

    Кавернозный синус DAVF можно безопасно и полностью лечить с помощью эндоваскулярных методов с использованием прямой трансорбитальной пункции кавернозного синуса или нижней глазничной вены.Этот доступ можно использовать без чрезмерных осложнений для пациента, и он служит жизнеспособной альтернативой, когда яремные или нижние каменистые пазухи недоступны. Другие трансвенозные пути также возможны, но могут потребовать хирургического доступа для обнажения вены.

    Ссылки

    1. Hamby WB. Каротидно-кавернозный свищ: отчет о 32 случаях хирургического лечения и предложения о радикальной операции. J Neurosurg 1964;21:859–66

    2. Hamby WB, Dohn DF. Каротидно-кавернозные свищи: отчет о тридцати шести случаях и обсуждение их лечения. Clin Neurosurg 1964;11:150–70

    3. Ringer AJ, Salud L, Tomsick TA. Каротидно-кавернозные свищи: анатомия, классификация и лечение. Neurosurg Clin N Am 2005;16:279–95, viii

    4. Cheng KM, Chan CM, Cheung YL. Трансвенозная эмболизация дуральных каротидно-кавернозных свищей множественными венозными путями: серия из 27 случаев. Acta Neuroch (Wein) 2003;145:17–29

    5. Oono S, Matsui Y, Saito I, et al. Дуральный каротидно-кавернозный свищ успешно вылечен эмболизацией через нижнюю глазничную вену: клинический случай. Neuro-Ophthalmology 1998;20:69

    6. Halbach VV, Higashida RT, Dowd CF, et al. Кавернозные аневризмы внутренней сонной артерии, обработанные электролитически съемными спиралями. J Neuroopthalmol 1997;17:231–39

    7. Halbach VV, Higashida RT, Hieshima GB, et al. Дуральные свищи с вовлечением кавернозного синуса: результаты лечения 30 больных. Radiology 1987;163:437–42

    8. Pollock BE, Nichols DA, Garrity JA, et al. Стереотаксическая радиохирургия и эмболизация артериовенозных фистул кавернозного синуса твердой мозговой оболочки. Neurosurgery 1999;45:459–66

    9. Rhoton AL Jr. Пещеристый синус, кавернозное венозное сплетение и воротник сонной артерии. Neurosurgery 2002;51:S375–410

    10. Yasuda A, Campero A, Martins C, et al.

      Добавить комментарий

      Ваш адрес email не будет опубликован.